DNS-károsodás és javítás

DNS-károsodás és javítási mechanizmusok

A sejtek DNS-ének károsodása részt vesz a mutagenezisben és a rák kialakulásában. Az emberi sejt DNS-e naponta több ezer vagy millió károsító eseményen megy keresztül, amelyeket külső (exogén) és belső (endogén) anyagcsere-folyamatok egyaránt okoznak. A sejtgenomban bekövetkező változások hibákat generálhatnak a DNS átírásában és az azt követő, a jelátvitelhez és a sejtműködéshez szükséges fehérjékké történő transzlációban. A genomiális mutációk átvihetők a sejtek leánynemzedékeibe is, ha a mutációt nem javítják ki a mitózis előtt. Ha a sejtek elveszítik a sérült DNS hatékony javítására való képességüket, három lehetséges válaszreakció lehetséges (1. ábra):

1. A sejt öregedhet, azaz visszafordíthatatlanul nyugalmi állapotba kerülhet. 2005-ben több laboratórium is beszámolt arról, hogy a szeneszcencia a rákos sejtekben in vivo és in vitro is bekövetkezhet, leállítva a mitózist és megakadályozva a sejt további fejlődését.^1-4
2. A sejt apoptotikussá válhat. Elegendő DNS-károsodás beindíthat egy apoptotikus jelátviteli kaszkádot, ami programozott sejthalálra kényszeríti a sejtet.
3. A sejt rosszindulatúvá válhat, azaz halhatatlan tulajdonságokat fejleszthet ki, és kontrollálatlan osztódásba kezdhet.

.

1. ábra. A sejtek DNS-károsodásának és javításának útja, amely az öregedéshez, apoptózishoz vagy rákhoz vezet.

Az előforduló DNS-károsodások mértékének és típusainak kompenzálására a sejtek többféle javítási folyamatot fejlesztettek ki, beleértve a hibás illesztési, báziskiválasztási és nukleotidkiválasztási javítási mechanizmusokat, kevés redundanciával. A sejtek talán úgy fejlődtek ki, hogy apoptózisba vagy szeneszcenciába lépnek, ha túl nagy mértékű károsodás következik be, ahelyett, hogy energiát fordítanának a károsodás hatékony javítására. Az, hogy egy sejt milyen sebességgel képes javításokat végezni, olyan tényezőktől függ, mint a sejttípus és a sejtek életkora.

A DNS-károsodás forrásai

Hosszú évekig úgy gondolták, hogy a rákhoz vezető DNS-mutációk elsődleges oka az exogén károsodási források. Jackson és Loeb azonban azt javasolta, hogy a DNS-károsodás endogén forrásai is jelentősen hozzájárulnak a rosszindulatúsághoz vezető mutációkhoz.⁵ Mind a környezeti, mind a sejtes források hasonló típusú DNS-károsodást eredményezhetnek.

A DNS-t fizikai és kémiai mutagének támadhatják meg. A fizikai mutagének elsősorban sugárforrások, beleértve a napból származó UV-sugárzást (200-300 nm hullámhosszú). Az UV-sugárzás kovalens kötéseket hoz létre, amelyek keresztkötést hoznak létre a DNS-szálban a szomszédos pirimidin (citozin és timin) bázisok között. Az ionizáló sugárzás (röntgensugárzás) DNS-mutációkat indít el azáltal, hogy a sejtben szabad gyököket hoz létre, amelyek reaktív oxigénfajokat (ROS) hoznak létre, és a kettős spirálban egy- és kétszálas töréseket eredményeznek. A kémiai mutagének kovalens módon alkilcsoportokat kapcsolhatnak a DNS-bázisokhoz; a DNS-bázist metilálni vagy etilálni képes nitrogénmustár-vegyületek példák a DNS-alkiláló szerekre. A prokarcinogének kémiailag inert prekurzorok, amelyek metabolikusan nagy reakcióképességű karcinogénekké alakulnak át. Ezek a karcinogének reagálhatnak a DNS-sel, DNS-adduktokat, azaz a DNS-hez kötődő kémiai egységeket képezve. A benzo[a]pirén, egy poliaromás heterociklus, önmagában nem karcinogén. A citokróm P450 enzimek közvetítésével két egymást követő oxidációs reakción megy keresztül, amelyek eredményeként benzo[a]piréndiol-epoxid (BPDE) keletkezik, a karcinogén metabolit, amely képes kovalens DNS-adduktot képezni (2. ábra).

2. ábra. A benzo[a]pirént a P450 enzimek oxidálják, és a rendkívül rákkeltő benzo[a]pirén-diolepoxidot hozzák létre.

A DNS-károsodás endogén metabolikus és biokémiai reakciókból is eredhet, amelyek közül néhányat nem ismerünk jól.⁶ A hidrolízisreakciók részben vagy teljesen lehasíthatják a nukleotid bázist a DNS-szálról. A purinbázist (adenin vagy guanin) a dezoxiribozil-foszfátlánchoz kötő kémiai kötés spontán módon elszakadhat a depurinációnak nevezett folyamat során. Becslések szerint naponta 10 000 depurinációs esemény történik egy emlőssejtben.⁷ Depirimidináció (pirimidin bázis elvesztése a timinről vagy citozinról) szintén előfordul, de 20-100-szor kisebb arányban, mint a depurináció.

A dezamináció a sejtben történik az adenin-, guanin- és citozingyűrűk amincsoportjainak elvesztésével, ami hipoxantint, xantint, illetve uracilt eredményez. A DNS-javító enzimek képesek felismerni és korrigálni ezeket a természetellenes bázisokat. A nem korrigált uracil bázist azonban a későbbi DNS-replikáció során tévesen timinnek olvassák, és C→T pontmutációt hozhatnak létre.

A DNS-metiláció, az alkiláció egy speciális formája, a sejtben az S-adenozil-metioninnal (SAM) való reakció következtében jön létre. A SAM egy intracelluláris metabolikus intermedier, amely egy erősen reaktív metilcsoportot tartalmaz. Emlőssejtekben a metiláció a citozin bázis (C) citozingyűrűjének 5' pozíciójában történik, amely 5'-re van egy guanozin bázistól (G), azaz a CpG szekvenciában. A mutációs hibák jelentős forrása a metiláció 5-metilcitozin termékének spontán deaminációja. Az amincsoport elvesztése timin bázist eredményez, amelyet a DNS-javító enzimek nem érzékelnek természetellenes bázisként. Az így keletkezett szubsztitúció a DNS-replikáció során megmarad, és C→T pontmutációt hoz létre (3. ábra).

3. ábra. A citozin 2-fázisú mutációja timinhez vezet, ami C→T pontmutációt eredményez.

A normál anyagcsere-folyamatok reaktív oxigénfajokat (ROS) termelnek, amelyek oxidációval módosítják a bázisokat. Mind a purin-, mind a pirimidinbázisok oxidációnak vannak kitéve. A leggyakoribb mutáció a guanin 8-oxo-7,8-dihidroguaninná oxidálódik, ami a 8-oxo-deoxi-guaninsin (8-oxo-dG) nukleotidot eredményezi. A 8-oxo-dG képes bázispárosodni a dezoxiadenozinnal, ahelyett, hogy a várt módon dezoxicitotidinnel párosodna. Ha ezt a hibát nem észlelik és nem javítják ki a hibás illeszkedést javító enzimek, a később replikálódó DNS egy C→A pontmutációt fog tartalmazni. A ROS depurinációt, depirimidinációt és egy- vagy kétszálas töréseket is okozhat a DNS-ben.

A sejtciklus S fázisában a DNS-replikáció során egyéb genomiális mutációk is bevezethetők. A sablon DNS-t duplikáló polimerázok kis, de jelentős hibaaránnyal rendelkeznek, és a Watson-Crick párosítás alapján hibás nukleotidot építhetnek be a sablon DNS-sel szemben. Kémiailag módosított nukleotid-prekurzorokat építhet be a polimeráz a normál bázisok helyett a létrehozott DNS-be. Ezenkívül a polimerázok hajlamosak a "dadogásra", amikor olyan DNS-szakaszokat másolnak, amelyek nagyszámú ismétlődő nukleotidot vagy ismétlődő szekvenciát tartalmaznak (mikroszatellita régiók). Ez az enzimatikus "dadogás" a szálcsúszás miatt következik be, amikor a templát és a replikált DNS-szálak kicsúsznak a megfelelő illeszkedésből. Ennek következtében a polimeráz nem illeszti be a sablon DNS által megadott számú nukleotidot, így a leányszálban túl kevés vagy túl sok nukleotid keletkezik.

A DNS egyszálú és kétszálú hasadása is előfordulhat. Az egyszálú törések a DNS dezoxiribózlánc dezoxiriboszil-foszfátlánc dezoxiribóz-részének károsodásából eredhetnek. A törések a báziskivágási javítási útvonal köztes lépéseként is létrejönnek, miután az AP-endonukleáz 1 eltávolítja a dezoxiribóz-foszfátot.⁸ Egyszálú törés esetén a DNS szerkezetéből mind a nukleotid bázis, mind a dezoxiribóz gerinc elveszik. Kettős szálhasadás leggyakrabban akkor következik be, amikor a sejt az S-fázison halad át, mivel a DNS érzékenyebb lehet a törésre, miközben kibontakozik, hogy sablonként szolgáljon a replikációhoz.

A DNS-javítás mechanizmusai

Míg a sejt képes apoptotikus vagy szeneszcens állapotba fejlődni, ezeket a műveleteket végső megoldásként hajtják végre. A DNS-károsodás minden egyes típusára a sejt sajátos módszert fejlesztett ki a károsodás javítására vagy a károsító vegyület eltávolítására.

O6-metilguanin DNS-metiltranszferáz (MGMT; DNS-alkiltranszferáz) mind a metil-, mind az etil-adduktokat lehasítja a DNS-szerkezet guaninbázisairól. A reakció nem katalitikus (enzimatikus) reakció, hanem sztöchiometrikus (kémiai), minden egyes eltávolított adduktra egy MGMT-molekula jut. Azok a sejtek, amelyeket úgy alakítottak át, hogy túlreprezentálják az MGMT-t, ellenállóbbak a rák ellen, valószínűleg azért, mert nagyobb mennyiségű alkiláló károsodást képesek negligálni. Niture és munkatársai egy nemrégiben készült tanulmánya arról számol be, hogy a cisztein/glutationt fokozó gyógyszerek és természetes antioxidánsok alkalmazásával fokozódik az MGMT expressziója.⁹

A DNS-polimerázok, mint például a polimeráz-δ, korrektúraolvasó tevékenységet tartalmaznak, és elsősorban a replikációs hibajavításban vesznek részt. Hiba észlelésekor ezek a polimerázok leállítják a DNS-replikáció folyamatát, visszafelé haladva addig dolgoznak, hogy eltávolítsák a nukleotidokat a leány DNS-láncból, amíg nyilvánvalóvá nem válik, hogy a hibás nukleotid eltűnt, majd újraindítják az előre irányuló replikációs folyamatot. A Pold1 gén mindkét kópiájában pontmutációval rendelkező egerek a DNS-polimeráz-δ korrektúraolvasó aktivitásának elvesztését mutatták, és szignifikánsan nagyobb arányban alakultak ki bennük epithelialis rákok, mint a vad típusú génekkel rendelkező vagy az egy kópia mutációjával rendelkező egerekben.¹⁰

A mismatch excision repair (MMR) enzimek néven ismert fehérjecsoport képes a DNS-polimeráz proofreading tevékenysége által nem észlelt replikációs hibák kijavítására. Az MMR enzimek kivágják a hibás nukleotidot a leány DNS-ből, és a W-C párosítás és a szülő DNS-szál mint helyes sablon felhasználásával javítják a szálat.¹¹ Ez különösen fontos a mikroszatellita régiók replikációja során keletkező hibák esetében, mivel a DNS-polimeráz korrektúraolvasó tevékenysége nem észleli ezeket a hibákat. Kisebb mértékben az MMR enzimek a DNS oxidációjából vagy alkilációjából eredő különféle bázispár-anomáliákat is korrigálják. Ezek a mutációk közé tartoznak az O6-metilguanint és 8-oxoguanint tartalmazó módosított bázispárok, valamint a karcinogén és ciszplatin adduktok.^12,13 A humán MSH2 és MLH1 mismatch excision repair gének mutációi kapcsolatban állnak az örökletes nem polipozitású vastagbélrákkal (HNPCC) szindrómával.¹⁴

Báziskiválasztási javítás és nukleotidkiválasztási javítás

A bázis exzíciós javítás (BER) több enzim bevonásával történik, amelyek egyetlen sérült nukleotidbázist kimetszenek és kicserélnek. A BER enzimek elsősorban az endogén oxidáció és hidrolízis által károsodott bázismódosításokat javítják. Egy DNS-glikoziláz hasítja a nukleotidbázis és a ribóz közötti kötést, érintetlenül hagyva a DNS ribóz-foszfátláncát, de egy apurinikus vagy apirimidinikus (AP) helyet eredményezve. A 8-oxoguanin-DNS-glikoziláz I (Ogg1) eltávolítja a 7,8-dihidro-8-oxoguanint (8-oxoG), a reaktív oxigénfajok által létrehozott bázismutációk egyikét. Az emberi OGG1 gén polimorfizmusa összefüggésbe hozható a különböző rákos megbetegedések, például a tüdő- és prosztatarák kockázatával. Az uracil-DNS-glikoziláz, egy másik BER-enzim, kivágja a citozin-deamináció termékét képező uracilt, ezáltal megakadályozza a későbbi C→T pontmutációt.¹⁵ Az N-metilpurin-DNS-glikoziláz (MPG) számos módosított purinbázist képes eltávolítani.¹⁶

A BER-enzimek hatására keletkező AP-helyeket a DNS-ben, valamint a depirimidinációs és depurinációs műveletekből eredő AP-helyeket az AP-endonukleáz 1 (APE1) működése javítja. Az APE1 az AP-helytől 5'-re hasítja a foszfodiészterláncot. A DNS-szál ezután egy 3'-hidroxilcsoportot és egy 5'-abázikus dezoxiribóz-foszfátot tartalmaz. A DNS-polimeráz β (Polβ) beilleszti a megfelelő nukleotidot a megfelelő W-C párosítás alapján, és a hozzá kapcsolódó AP-lyáz aktivitás révén eltávolítja a dezoxiribóz-foszfátot. Az X-ray repair cross-complementing group 1 (XRCC1) jelenléte szükséges ahhoz, hogy heterodimert képezzen a DNS-ligáz III-mal (LIG3). Az XRCC1 állványfehérje, amely nem reaktív kötőhelyet biztosít a Polβ számára, és összehozza a Polβ és a LIG3 enzimeket a javítás helyén.¹⁷ A poli(ADP-ribóz) polimeráz (PARP-1) kölcsönhatásba lép az XRCC1-gyel és a Polβ-vel, és a BER-útvonal szükséges összetevője.^18,19 A javítás utolsó lépését a LIG3 végzi, amely a helyettesítő nukleotid dezoxiribózát a dezoxiriboszilfoszfát gerincéhez kapcsolja. Ezt az útvonalat "short-patch BER"-nek nevezték el.²⁰

Egy alternatív útvonal, amelyet "long-patch BER"-nek neveznek, egy legalább 2 nukleotid hosszúságú nukleotidszálat cserél ki. A 10-12 nukleotid hosszúságú javításról is beszámoltak.^21,22 A longpatch BER megköveteli a proliferációs sejtmag antigén (PCNA) jelenlétét, amely az átstrukturáló enzimek számára vázfehérjeként működik.²³ Más DNS-polimerázok, valószínűleg a Polδ és a Polε, ²⁴ az oligonukleotidlapka létrehozásához. A meglévő nukleotidszekvenciát a flap endonukleáz-1 (FEN1) távolítja el. Az oligonukleotidot ezután a DNS-ligáz I (LIG1) ligálja a DNS-hez, lezárva a törést és befejezve a javítást.¹⁷ A rövid foltos és a hosszú foltos BER-útvonalak kiválasztásának meghatározására használt folyamatot még vizsgálják (4. ábra).²⁵

4. ábra. A rövid és a hosszú csatolású BER-útvonalak vázlata.

Míg a BER több nukleotidot is kicserélhet a long-patch útvonalon keresztül, mind a short-patch, mind a long-patch BER esetében egyetlen nukleotid sérülése a kiindulási esemény, ami minimális hatást gyakorol a DNS kettős spirál szerkezetére. A nukleotid exzíciós javítás (NER) egy nukleotidszál sérülését javítja, amely legalább 2 bázist tartalmaz, és a DNS szerkezeti torzulását okozza. A NER az exogén forrásokból, például terjedelmes DNS-adduktokból és UV-sugárzásból származó sorozatos károsodásokon kívül az egyszálú szálszakadások javítására is hat. ²⁶ Ugyanez az útvonal használható az oxidatív stressz okozta károsodások javítására is.²⁷ Több mint 20 fehérje vesz részt a NER-útvonalban emlőssejtekben, köztük az XPA, az XPC-hHR23B, a replikációs fehérje A (RPA), a TFIIH transzkripciós faktor, az XPB és XPD DNS-helikázok, az ERCC1-XPF és XPG, a Polδ, a Polε, a PCNA és a replikációs faktor C is.²⁸ Az excision repair cross-complementing (ERCC1) gén overexpresszióját nem kissejtes tüdőráksejtek²⁹ ciszplatinrezisztenciájával hozták összefüggésbe, ami a fokozott DNS-javító képességnek felel meg.³⁰ A globális genomiális NER (GGR) az egész genomban javítja a károsodásokat, míg egy specifikus NER-útvonal, az úgynevezett transzkripciós kapcsolt javítás (TCR) az aktív RNS-polimeráz transzkripció során javítja a géneket.³¹

Kettősszál-törések javítása

A DNS kettősszál-törései a genomi szekvenciák elvesztését és átrendeződését eredményezhetik. Ezeket a töréseket vagy a nem-homológ vég-összekötődés (NHEJ), vagy a homológ rekombináció (HR), más néven rekombinációs javítás vagy sablon-asszisztált javítás javítja.

A HR útvonal akkor aktiválódik, amikor a sejt a késői S/G2 fázisban van, és a sablon nemrég duplikálódott. Ez a mechanizmus megköveteli egy azonos vagy közel azonos szekvencia jelenlétét, amely a centromeren keresztül kapcsolódik a sérült DNS-régióhoz, hogy javító sablonként használható legyen. Az ezzel a mechanizmussal javított kettősszálú töréseket általában az okozza, hogy a replikációs gépezet egyszálú törésen vagy javítatlan sérülésen keresztül próbál szintetizálni, ami a replikációs villa összeomlásához vezet.

A nem-homológ végcsatlakozást (NHEJ) a sejtciklus más pontjain használják, amikor a testvérkromatidák nem állnak rendelkezésre HR-templátként való felhasználásra. Amikor ezek a törések bekövetkeznek, a sejt még nem replikálta a törést tartalmazó DNS-régiót, így a HR útvonallal ellentétben nem áll rendelkezésre megfelelő templát szál. Az NHEJ során a Ku heterodimer fehérje a törött DNS-szálak két végét pozícionálja a javításhoz, rendelkezésre álló templát nélkül, miközben a folyamat során szekvenciainformációt veszít. Az újraegyesítésben több enzim vesz részt, köztük a DNS-ligáz IV, az XRCC4 és a DNS-függő fehérje kináz (DNA-PK).^32,33 Az NHEJ eredendően mutagén, mivel a két összekapcsolandó DNS-fragmentum egyszálú végei közötti véletlen párosításokra, úgynevezett mikrohomológiákra támaszkodik (5. ábra). Magasabb eukariótákban a DNS-PK szükséges az NHEJ javításhoz, mind az elsődleges mechanizmuson, mind egy alternatív tartalékmechanizmuson (D-NHEJ) keresztül.³⁴

5. ábra. A DNS kettősszál-törések NHEJ-javításának általános mechanizmusa.

Jövőbeni alkalmazások

Míg a DNS-károsodás kulcsfontosságú tényező a rákos sejtek kialakulásában és evolúciójában, a rák klinikai kezelésének részeként folyamatos károsodást alkalmaznak a rosszindulatú sejtek apoptózisba vagy szeneszcenciába kényszerítésével. Számos kemoterápiás gyógyszer, például a bleomicin, a mitomicin és a ciszplatin azért hatékony, mert további DNS-károsodást okoz a rákos sejtekben, amelyek gyorsabban szaporodnak, mint a környező szövetek. A sejtek DNS-javító mechanizmusai kétélű kardot jelentenek; a rákhoz vezető mutációk csökkentésével ezek a folyamatok a genomi integritásra törekszenek, de ugyanezek a mechanizmusok a rosszindulatú sejtekben lehetővé teszik, hogy ezek a sejtek további DNS-károsodásokat éljenek túl és folytassák a kontrollálatlan növekedést. A rákos sejteken belüli túlélési mechanizmus blokkolása érdekében jelenleg klinikai kísérletek folynak a specifikus DNS-javító enzimek, köztük az MGMT, a PARP és a DNA-PK gátlóival.^35-38

Anyagok

Sajnáljuk, váratlan hiba lépett fel

Network error: Failed to fetch

Hivatkozások

1. Collado M, Gil J, Efeyan A, Guerra C, Schuhmacher AJ, Barradas M, Benguría A, Zaballos A, Flores JM, Barbacid M, et al. 2005. Senescence in premalignant tumours. Nature. 436(7051):642-642. https://doi.org/10.1038/436642a

2. Chen Z, Trotman LC, Shaffer D, Lin H, Dotan ZA, Niki M, Koutcher JA, Scher HI, Ludwig T, Gerald W, et al. 2005. Crucial role of p53-dependent cellular senescence in suppression of Pten-deficient tumorigenesis. Nature. 436(7051):725-730. https://doi.org/10.1038/nature03918

3. Michaloglou C, Vredeveld LCW, Soengas MS, Denoyelle C, Kuilman T, van der Horst CMAM, Majoor DM, Shay JW, Mooi WJ, Peeper DS. 2005. BRAFE600-associated senescence-like cell cycle arrest of human naevi. Nature. 436(7051):720-724. https://doi.org/10.1038/nature03890

4. Braig M, Lee S, Loddenkemper C, Rudolph C, Peters AH, Schlegelberger B, Stein H, Dörken B, Jenuwein T, Schmitt CA. 2005. Oncogene-induced senescence as an initial barrier in lymphoma development. Nature. 436(7051):660-665. https://doi.org/10.1038/nature03841

5. Jackson AL, Loeb LA. 2001. The contribution of endogenous sources of DNA damage to the multiple mutations in cancer. Mutation Research/Fundamental and Molecular Mechanisms of Mutagenesis. 477(1-2):7-21. https://doi.org/10.1016/s0027-5107(01)00091-4

6. De Bont R. 2004. Endogenous DNA damage in humans: a review of quantitative data. Mutagenesis. 19(3):169-185. https://doi.org/10.1093/mutage/geh025

7. Lindahl T, Nyberg B. 1972. Rate of depurination of native deoxyribonucleic acid. Biochemistry. 11(19):3610-3618. https://doi.org/10.1021/bi00769a018

8. Brem R. 2005. XRCC1 is required for DNA single-strand break repair in human cells. Nucleic Acids Research. 33(8):2512-2520. https://doi.org/10.1093/nar/gki543

9. Niture SK, Velu CS, Smith QR, Bhat G, Srivenugopal KS. Increased expression of the MGMT repair protein mediated by cysteine prodrugs and chemopreventative natural products in human lymphocytes and tumor cell lines. Carcinogenesis. 28(2):378-389. https://doi.org/10.1093/carcin/bgl155

10. Goldsby RE, Hays LE, Chen X, Olmsted EA, Slayton WB, Spangrude GJ, Preston BD. 2002. Nonlinear partial differential equations and applications: High incidence of epithelial cancers in mice deficient for DNA polymerase   proofreading. Proceedings of the National Academy of Sciences. 99(24):15560-15565. https://doi.org/10.1073/pnas.232340999

11. Yang W. 2000. Structure and function of mismatch repair proteins. Mutation Research/DNA Repair. 460(3-4):245-256. https://doi.org/10.1016/s0921-8777(00)00030-6

12. Iyer RR, Pluciennik A, Burdett V, Modrich PL. 2006. DNA Mismatch Repair:? Functions and Mechanisms. Chem. Rev.. 106(2):302-323. https://doi.org/10.1021/cr0404794

13. Modrich P. 2006. Mechanisms in Eukaryotic Mismatch Repair. J. Biol. Chem.. 281(41):30305-30309. https://doi.org/10.1074/jbc.r600022200

14. Müller A, Fishel R. 2002. Mismatch Repair and the Hereditary Non-polyposis Colorectal Cancer Syndrome (HNPCC). Cancer Investigation. 20(1):102-109. https://doi.org/10.1081/cnv-120000371

15. Lindahl T. 1974. An N-Glycosidase from Escherichia coli That Releases Free Uracil from DNA Containing Deaminated Cytosine Residues. Proceedings of the National Academy of Sciences. 71(9):3649-3653. https://doi.org/10.1073/pnas.71.9.3649

16. Singer B, Hang B. 1997. What Structural Features Determine Repair Enzyme Specificity and Mechanism in Chemically Modified DNA??. Chem. Res. Toxicol.. 10(7):713-732. https://doi.org/10.1021/tx970011e

17. Lindahl T. 1999. Quality Control by DNA Repair. 286(5446):1897-1905. https://doi.org/10.1126/science.286.5446.1897

18. Caldecott KW, Aoufouchi S, Johnson P, Shall S. 1996. XRCC1 Polypeptide Interacts with DNA Polymerase   and Possibly Poly (ADP-Ribose) Polymerase, and DNA Ligase III Is a Novel Molecular 'Nick-Sensor' In Vitro. Nucleic Acids Research. 24(22):4387-4394. https://doi.org/10.1093/nar/24.22.4387

19. Dantzer F, de la Rubia G, Ménissier-de Murcia J, Hostomsky Z, de Murcia G, Schreiber V. 2000. Base Excision Repair Is Impaired in Mammalian Cells Lacking Poly(ADP-ribose) Polymerase-1?. Biochemistry. 39(25):7559-7569. https://doi.org/10.1021/bi0003442

20. Srivastava DK, Vande Berg BJ, Prasad R, Molina JT, Beard WA, Tomkinson AE, Wilson SH. 1998. Mammalian Abasic Site Base Excision Repair. J. Biol. Chem.. 273(33):21203-21209. https://doi.org/10.1074/jbc.273.33.21203

21. Ranalli TA, Tom S, Bambara RA. 2002. AP Endonuclease 1 Coordinates Flap Endonuclease 1 and DNA Ligase I Activity in Long Patch Base Excision Repair. J. Biol. Chem.. 277(44):41715-41724. https://doi.org/10.1074/jbc.m207207200

22. Sattler U, Frit P, Salles B, Calsou P. 2003. Long?patch DNA repair synthesis during base excision repair in mammalian cells. EMBO Rep. 4(4):363-367. https://doi.org/10.1038/sj.embor.embor796

23. Fortini P, Pascucci B, Parlanti E, Sobol RW, Wilson SH, Dogliotti E. 1998. Different DNA Polymerases Are Involved in the Short- and Long-Patch Base Excision Repair in Mammalian Cells?. Biochemistry. 37(11):3575-3580. https://doi.org/10.1021/bi972999h

24. Klungland A. 1997. Second pathway for completion of human DNA base excision-repair: reconstitution with purified proteins and requirement for DNase IV (FEN1). 16(11):3341-3348. https://doi.org/10.1093/emboj/16.11.3341

25. Sung J, Demple B. 2006. Roles of base excision repair subpathways in correcting oxidized abasic sites in DNA. FEBS Journal. 273(8):1620-1629. https://doi.org/10.1111/j.1742-4658.2006.05192.x

26. Balajee AS, Bohr VA. 2000. Genomic heterogeneity of nucleotide excision repair. Gene. 250(1-2):15-30. https://doi.org/10.1016/s0378-1119(00)00172-4

27. Gros L, Saparbaev MK, Laval J. 2002. Enzymology of the repair of free radicals-induced DNA damage. Oncogene. 21(58):8905-8925. https://doi.org/10.1038/sj.onc.1206005

28. You J, Wang M, Lee S. 2003. Biochemical Analysis of the Damage Recognition Process in Nucleotide Excision Repair. J. Biol. Chem.. 278(9):7476-7485. https://doi.org/10.1074/jbc.m210603200

29. Rosell R, Taron M, Barnadas A, Scagliotti G, Sarries C, Roig B. 2003. Nucleotide Excision Repair Pathways Involved in Cisplatin Resistance in Non-Small-Cell Lung Cancer. Cancer Control. 10(4):297-305. https://doi.org/10.1177/107327480301000404

30. Vogel U, Dybdahl M, Frentz G, Nexø BA. 2000. DNA repair capacity: inconsistency between effect of over-expression of five NER genes and the correlation to mRNA levels in primary lymphocytes. Mutation Research/DNA Repair. 461(3):197-210. https://doi.org/10.1016/s0921-8777(00)00051-3

31. Hanawalt PC. 2002. Subpathways of nucleotide excision repair and their regulation. Oncogene. 21(58):8949-8956. https://doi.org/10.1038/sj.onc.1206096

32. Critchlow SE, Jackson SP. 1998. DNA end-joining: from yeast to man. Trends in Biochemical Sciences. 23(10):394-398. https://doi.org/10.1016/s0968-0004(98)01284-5

33. Wang H. 2003. Biochemical evidence for Ku-independent backup pathways of NHEJ. Nucleic Acids Research. 31(18):5377-5388. https://doi.org/10.1093/nar/gkg728

34. Perrault R, Wang H, Wang M, Rosidi B, Iliakis G. 2004. Backup pathways of NHEJ are suppressed by DNA-PK. J. Cell. Biochem.. 92(4):781-794. https://doi.org/10.1002/jcb.20104

35. Sánchez-Pérez I. 2006. DNA repair inhibitors in cancer treatment. Clin Transl Oncol. 8(9):642-646. https://doi.org/10.1007/s12094-006-0034-8

36. Madhusudan S, Hickson ID. 2005. DNA repair inhibition: a selective tumour targeting strategy. Trends in Molecular Medicine. 11(11):503-511. https://doi.org/10.1016/j.molmed.2005.09.004

37. PLUMMER E. 2006. Inhibition of poly(ADP-ribose) polymerase in cancer. Current Opinion in Pharmacology. 6(4):364-368. https://doi.org/10.1016/j.coph.2006.02.004

38. SABHARWAL A, MIDDLETON M. 2006. Exploiting the role of O6-methylguanine-DNA-methyltransferase (MGMT) in cancer therapy. Current Opinion in Pharmacology. 6(4):355-363. https://doi.org/10.1016/j.coph.2006.03.011