Testy tworzenia barier i przepuszczalności przy użyciu wiszących wkładów do hodowli komórkowych Millicell^®

Przeczytaj o

• Przegląd testu bariery
• Co jest potrzebne do przeprowadzenia testu na obecność żółtego Lucyfera?
• Wybór Millicell^® Hanging Cell Culture Insert
• Metoda detekcji TEER
• Notatki aplikacyjne, przewodniki i inne zasoby dotyczące TEER
• .Lucifer Yellow Barrier Assay Sample Protocol
• Dane próbki testu Barrier Assay
• Wskazówki i porady dotyczące testu Barrier
• .Barrier Assay Tips and Tricks
• Powiązane produkty
• Referencje

Barrier Assay Overview

Badania barier w hodowlach komórkowych są wykorzystywane do modelowania tkanek barierowych (nerek, płuc, jelit itp.) w dostarczaniu leków, absorpcji leków, gojeniu się ran, infekcjach bakteryjnych/wirusowych, stanach zapalnych i innych badaniach. Bariery te mogą być tworzone in vitro , gdy komórki nabłonkowe są wysiewane jako pojedyncza zawiesina komórek i rosną razem, aż do połączenia w jedną tkankę. Zazwyczaj tkanka ta ma grubość jednej komórki nabłonkowej i jest nazywana monowarstwą nabłonkową. W standardowych testach barierowych komórki są wysiewane na porowate membrany i obserwowane nieinwazyjnie poprzez pomiary przeznabłonkowego oporu elektrycznego (TEER). Pomiary TEER są zweryfikowanymi, wolnymi od etykiet i szybkimi technikami wskazującymi na tworzenie bariery monowarstwy nabłonkowej przed dalszą oceną i eksperymentami. Tworzenie bariery obserwuje się poprzez wzrost pomiaru oporu; konfluentna monowarstwa nabłonkowa osiąga plateau przy wyższych wartościach oporu. W przypadku większości testów barierowych, monowarstwa nabłonkowa jest pożądanym typem bariery komórkowej, ponieważ modeluje grubość pojedynczej komórki płuco-krew, filtrację nerkową lub wchłanianie jelitowe i może być stosowana do analizy przestrzeni parakomórkowej między komórkami nabłonkowymi. Po potwierdzeniu integralności bariery komórkowej, tkanki te mogą być następnie wykorzystane w eksperymentach, które badają przepuszczalność, przerwanie lub wytrzymałość bariery.

Pory połączeń ścisłych są fizjologicznymi strażnikami transportu parakomórkowego w tkankach nabłonkowych. Testy przepuszczalności parakomórkowej oceniają tworzenie bariery jednowarstwowej i szczelność połączeń ścisłych parakomórkowych poprzez pomiar ilości cząsteczki, która przechodzi przez monowarstwę komórek nabłonkowych w określonym czasie. Ten typ testu wymaga żywych komórek i zwykle nie jest destrukcyjny (np. test przepuszczalności parakomórkowej z użyciem żółci Lucifera). Immunobarwienie i immunocytochemia tkanek (ICC) są powszechnie stosowane do wizualizacji, eliminując potrzebę mikroskopii elektronowej. Wiele z tych analiz koncentruje się na przejściu przez barierę śledzonym jako barwnik, koniugaty leków lub ilość przeniesionego białka docelowego. Alternatywne analizy obejmują wizualizację błony przy użyciu barwników, takich jak fiolet krystaliczny, barwienie przeciwciałami fluorescencyjnymi i ICC.

Rysunek 1. Zasada testu barierowego przy użyciu wiszących wkładów do hodowli komórkowych Millicell^®. A) W dniu 0, komórki nabłonkowe są wysiewane w zawiesinie jednokomórkowej na membranę wiszącej wkładki do hodowli komórkowej Millicell^®. B) Po kilku dniach (~3 dni po wysianiu w przypadku komórek MDCK) komórki będą wystarczająco zlewne, aby rozpocząć pomiary TEER, oceniając tworzenie monowarstwy komórek nabłonkowych na podstawie wartości oporu. C) Pomiary TEER można wykonywać codziennie lub co drugi dzień, aby śledzić tworzenie bariery jednowarstwowej, aż do momentu, gdy komórki osiągną stałą wartość oporu (~ 7 dni po wysianiu dla komórek MDCK). D) W tym momencie pożywka jest wymieniana na płyn do oznaczania bariery (zrównoważony roztwór soli Hanka), a barwnik/cząsteczka do oznaczania przepuszczalności (np. żółty barwnik Lucifera) jest dodawany do wierzchołkowej strony membrany. E) Małe cząsteczki są inkubowane z monowarstwą nabłonka w temperaturze 37°C przez zalecaną długość protokołu (np, 1 godzinę), a następnie ciecz z podstawno-bocznej strony wkładu membrany jest oceniana pod kątem ilości przenikania wybranej cząsteczki. 

Co jest potrzebne do przeprowadzenia testu bariery Lucifer yellow?

• Wisząca wkładka do hodowli komórkowej Millicell^® o wielkości porów 0,4 lub 1 µm (patrz Wybór wiszącej wkładki do hodowli komórkowej Millicell^® poniżej)

Rozmiar porów (µm)	Gęstość porów (por/cm2)	Jasność optyczna	6-dołkowy nr kat.	12-studzienkowy nr kat.	24-studzienkowy nr kat.
0.4	100 x 106	Translucent	PTHT06H48	PTHT12H48	PTHT24H48
0.4	4 X 106	Clear	PCHT06H48	PCHT12H48	PCHT24H48
1.0	22 x 106	Translucent	PLRP06H48	PLRP12H48	PLRP24H48
1.0	2 x 106	Clear	PTRP06H48	PTRP12H48	PTRP24H48

• Płytka odbiorcza (CLS353046, CLS353043, CLS353047)
• żółty barwnik Lucifera
• Zrównoważony roztwór soli Hanka
• Millicell^® ERS 3.0 Digital Voltohmmeter
• Czytnik mikropłytek
• 96-dołkowa mikropłytka z czarnym/przezroczystym dnem 

.Wybór wiszącej wkładki do hodowli komórkowej Millicell^®

Testy barierowe są wykonywane na wiszących wkładkach, ponieważ porowate membrany oferują znacznie lepsze właściwości w porównaniu ze standardowymi powierzchniami polistyrenowymi do tak zwanej hodowli komórek 2.5D. Membrany w tych wkładkach różnią się pod względem wielkości porów, co staje się ważne dla różnych typów testów. Na przykład testy migracji będą miały najszerszy zakres rozmiarów porów w zależności od typu komórek zaangażowanych w eksperyment.

Tabela 1. Millicell^® wkładka do hodowli komórkowej rozmiar porów membrany i testy towarzyszące.

Zastosowanie	Rodzaje komórek	Rozmiar porów (µm)
Angiogeneza	Śródbłonek 1-2,14, HMVEC 3-4, HUVEC 4-5	3.0 5, 8.0 2-4,14
Co-Culture Różnicowanie Rozwój Krzyż immunologiczny<	Pień 6,8,10, neurony 9-10 i różne inne 7,11	0.4 6-10, 1.0 11
.Migracja Migracja komórek metodą chemotaksji Migracja komórek metodą haptotaksji Boyden chamber assay	Komórki śródbłonka 1-2,14, HMVEC 3-4, HUVEC 4-5	3.0 5, 8.0 2-4,14
	Neutrofile 12,13,15,16, PMNs 16	3.0 12,13,15,16
	Limfocyty 12,22, makrofagi 17-19, monocyty 20,21	3.0 12,22, 5.0 19,20
	.p>Komórki neuronalne 24,25	3.0 25
	.Komórki dendrytyczne 21,26-28	3.028, 5.0 21, 8.0 26-28
	.Wzrost neurytów 29-32	0.429, 1.032, 3.030-31
	Fibroblasty nabłonkowe 33-35	3.0 33, 8.0 34-35
	.Leukocyty 16,22, 36, 37	3.0 16,22,36, 5.0 37
	Mięśnie gładkie 38-40	8.0 38-40
Inwazja Inwazja nowotworu Bariera krew-mózg Krew/krążenie	Melanoma 41-43	8.0 41-43
	Glejak Chłoniak 44-46, Jurkat 48	8.0 44-46,48
	Osteoblasty 49,51-53	5.0 53, 8.0 51-52
	<.p>Rak piersi 47,50	8.0 47,50
	Endothelial 50, 54-59	3.0 57-58, 8.0 50, 54-56
. Inżynieria tkankowa Rusztowania 3D Follicle formation	Human skin model 60-62, 65	0.4 60-61, 3.0 62
Testowanie toksyczności Gojenie ran Przesiewowe badania farmakologiczne	Fibroblasty 23, 66,67	3.0 23, 66, 67
	. Płuca ludzkie 63-64	0.4 63-64
. Badania transportu i przepuszczalności Dostarczanie/wchłanianie leków Transport jonów Nano/mikrocząsteczki	Caco-2 58, 68-75, 78,80, 82	0.4 68-70, 72-74,78,82, 1.0 71, 3.0 74
	MDCK 73,76-81	0.4 73,77-78, 1.0 76,79-81

Metoda wykrywania TEER

Woltomierz Millicell^® ERS 3.0 wykorzystuje niskie natężenie prądu i napięcia, aby umożliwić nieniszczące badanie zrastania się monowarstw nabłonka w hodowlach komórkowych. Instrumenty TEER wytwarzają niski prąd przemienny, który pozwala uniknąć osadzania się metalu na elektrodach i niekorzystnego wpływu na tkanki, który może być spowodowany przez wyższe prądy stałe. Konfluencja monowarstwy komórkowej jest określana przez wzrost lub plateau oporności tkanki wykrywane za pomocą czytników TEER.

Podłoża hodowlane MDCK

• Dulbecco's MEM z wysoką zawartością glukozy
• 10% FBS
• 1% (1x) NEAA
• 1% penicylina/streptomycyna
• 4 mM L-glutaminy

Nasiewanie komórek na 24-dołkową wiszącą wkładkę do hodowli komórkowej Millicell^®

1. Kultura komórki MDCK aż do uzyskania 60-80% konfluencji.
2. Aspiruj pożywkę z kolby hodowlanej.
3. Dodaj sterylny PBS przez 3 minuty w temperaturze pokojowej.
4. Odessać płyn z kolby hodowlanej.
5. Dodać trypsynę do kolby hodowlanej i inkubować w temperaturze 37°C, 5% CO₂ w inkubatorze do hodowli komórkowych.
6. Zatrzymaj reakcję trypsyny dodając równe części kompletnego podłoża do hodowli komórkowej do kolby.
7. Zbierz płynną zawiesinę i odwiruj w wirówce z prędkością 300 x g przez 3 minuty.
8. Zawiesić ponownie komórki w 1 ml pełnej pożywki do hodowli komórkowej (patrz przepis na pożywkę do hodowli MDCK powyżej).
9. Liczyć komórki przy użyciu błękitu trypanu i hemocytometru. Zmieszaj 90% błękitu trypanu z 10% zawiesiny komórek (np, 180 µL błękitu trypanu i 20 µL zawiesiny komórek).
10. Zlicz żywe komórki na hemocytometrze i oblicz liczbę komórek na mililitr.
11. Dodaj 900 µL pełnej pożywki na podstawną stronę 24-dołkowych membran.
12. Zawiesić zawiesinę komórek w odpowiednich objętościach, aby dozować 200 µL zawiesiny zawierającej pożądaną gęstość wysiewu komórek (np, 1,250 komórek/wkładkę, 2,500 komórek/wkładkę, 5,000 komórek/wkładkę).
13. Umieść w inkubatorze do hodowli komórkowych w 37°C, 5% dwutlenku węgla i zmieniaj pożywkę co drugi dzień.
    UWAGA: Najlepszą praktyką jest wstępne ogrzanie pełnej pożywki do hodowli komórkowej przed dodaniem jej do wiszącego wkładu do hodowli komórkowej Millicell^® i płytki odbiorczej.

Pomiar oporności komórek

1. Pozwolić płytce osiągnąć temperaturę pokojową (15-30 minut).
2. Załaduj mapę płytki i przypisz studzienki do grup na woltomierzu cyfrowym Millicell^® ERS 3.0 (patrz str. 11 podręcznika użytkownika).
3. Sprawdź woltomierz cyfrowy Millicell^® ERS 3.0 za pomocą adaptera weryfikacyjnego (patrz str. 22 w podręczniku użytkownika).
4. Ustaw przełącznik MODE na Ohm i włącz przełącznik Power On.
5. Zmień położenie elektrody tak, aby krótsza końcówka znajdowała się w wierzchołkowej części wiszącej wkładki do hodowli komórkowej Millicell^®, a dłuższa końcówka znajdowała się w zewnętrznej studzience. Krótsza końcówka nie powinna stykać się z komórkami rosnącymi na membranie, a dłuższa końcówka powinna tylko dotykać dna zewnętrznej studzienki. Aby zapewnić stabilne i powtarzalne wyniki, upewnij się, że elektroda jest utrzymywana stabilnie pod kątem 90° do płytki i dna wkładki.
   UWAGA: Jeśli wymagane jest płukanie między pomiarami, aby zapobiec przenoszeniu próbki, użyj pożywki do hodowli komórkowej zamiast wody destylowanej.
6. Zarejestruj rezystancję.
7. Określ rezystancję ślepej próby poprzez dodanie pożywki lub roztworu elektrolitu do ślepej studzienki/wkładki do hodowli komórkowej (tj, wkładki do hodowli komórkowej bez komórek i pełnego podłoża do hodowli komórkowej).
8. Pomiar oporności w pustej wkładce i użycie tej wartości jako poziomu oporności "zero" lub "tła". Aby uzyskać rzeczywistą oporność tkanki, należy odjąć odczyt oporności na pustym wkładzie od odczytu oporności na tkance (wkład hodowli komórkowej z komórkami).
9. Oporność jest odwrotnie proporcjonalna do powierzchni tkanki. Im większa membrana, tym niższy opór.
   Rezystancja powierzchni jednostkowej (Ω × cm²) = Rezystancja (Ω) × Efektywna powierzchnia membrany (cm²)
   UWAGA: Rezystancja może się różnić w zależności od temperatury próbki, pH i głębokości elektrody w roztworze.

Notatki aplikacyjne, przewodniki i inne zasoby TEER

• Using Immortalized 16HBE14o- Human Bronchial Epithelial Cell Lines to Model Respiratory Lung Diseases
• Millicell^® Cell Culture Inserts & Plates
• Lepszy sposób na TEER
• MultiScreen^® Caco-2 Assay System

Protokół próby Lucifer Yellow Barrier Assay

Kroki

1. Nasączyć pożywkę z apikalnej i basolateralnej strony membrany/dołka.
   WSKAZÓWKA: Uważaj, aby nie dotykać ani nie szturchać membrany podczas aspiracji.
2. Umyj/płucz membranę i studzienkę podgrzanym Zrównoważonym roztworem soli Hanka (HBSS).
   WSKAZÓWKA: Podgrzany HBSS ma najmniejszy wpływ na monowarstwę komórek; użycie PBS będzie bardziej szkodliwe i spowoduje większy procent przenikania barwnika.
3. Nasącz HBSS od strony wierzchołkowej i podstawno-bocznej membrany/ studzienki.
   WSKAZÓWKA: Uważaj, aby nie dotykać ani nie szturchać membrany podczas aspiracji.
4. Dozuj 900 µL HBSS na podstawno-boczną stronę membrany.
5. Dozuj 200 µL żółtego barwnika Lucifer (100 µg/mL) na apikalną stronę membrany.
   WSKAZÓWKA: Bądź bardzo ostrożny, aby przypadkowo nie dodać żółtego barwnika Lucifer lub nie rozlać / nie kapać do przedziału podstawno-bocznego. Zakłóci to dokładność wyników testu. Nie nakłuwać membrany podczas pipetowania.
6. Umieścić w inkubatorze 37°C, 5% CO₂ na 1 godzinę. Wydłużyć czas inkubacji do 2-3 godzin w przypadku membran o niskiej porowatości, takich jak przezroczyste wkłady Millicell^® 0,4 µm (PCHT24H48). 
   WSKAZÓWKA: Aby uzyskać najlepsze wyniki, trzymaj płytkę płasko i nie wstrząsaj.
7. Wykorzystaj ten czas na wykonanie standardów dla płytki testowej, które identyfikują wartości próbki.
       a.Stwórz 100% standard [Std(100)] łącząc:
          200 µL żółtego barwnika Lucyfera (100 µg/ml) z 900 µL HBSS.
      b.Rozcieńczyć wzorce 1:1 w seryjnym rozcieńczeniu.
           500 µL Std(100) z 500 µL HBSS tworzy Std(50)
       c.  Najniższy standard (oprócz 100% HBSS) powinien zawierać 0,39% żółcieni lucyfera (dałoby to dziewięć standardów i dziesiąty dla HBSS
            zero").
       d.Dodaj 100 µL każdego standardu do płytki do spektroskopii fluorescencyjnej (w trzech egzemplarzach).
8. Wyjmij płytkę z inkubatora i zbierz 100 µL płynu z podstawno-bocznej strony membran, aby umieścić go na płytce do spektroskopii fluorescencyjnej.
   WSKAZÓWKA: Aby uzyskać najlepsze wyniki, wykonaj tę czynność w trzech egzemplarzach, aby wyniki można było uśrednić jako powtórzenia techniczne.
9. Odczytaj płytkę spektroskopii fluorescencyjnej na czytniku płytek i określ absorbancję fluorescencji przy użyciu długości fali wzbudzenia 485 nm i emisji 535 nm.
10. Użyj wygenerowanej krzywej standardowej do obliczenia stężenia żółcieni Lucyfera w każdym dołku. Wartości te można następnie wykorzystać do określenia procentowego przejścia dla każdej próbki.
    RFU = relative fluorescence units przypisane przez czytnik płytek.

11. Typowo, kryterium sukcesu dla testu przepuszczalności żółcieni Lucyfera jest ustawione na mniej niż pięć procent przepuszczalności.

Sample Barrier Assay Data

Rysunek 3. Wszystkie przedstawione membrany to 24-dołkowe membrany PET o wysokiej gęstości (1×10⁸) i wielkości porów 0,4 µm. Wyniki te porównują wiszące wkładki do hodowli komórkowych Millicell^® (PTHT24H48) do dwóch porównywalnych marek wkładek. Komórki MDCK zostały wysiane z taką samą gęstością wysiewu równolegle u wszystkich trzech producentów. Wkładki trzech marek nie różnią się znacząco od siebie w 7. dniu po wysianiu i mają podobną kinetykę tworzenia monowarstwy.

Rysunek 4. Testy przepuszczalności żółci lucyferowej testują tworzenie monowarstwy komórkowej i ścisłych połączeń między komórkami. Wszystkie przedstawione membrany to membrany PET o wysokiej gęstości (1 x 10⁸ porów) i wielkości porów 0,4 µm w formacie 24-dołkowym. Wyniki te porównują wiszącą wkładkę do hodowli komórkowej Millicell^® (PTHT24H48) z dwiema innymi markami wkładek. Test ten przeprowadzono w 7. dniu testu przedstawionego na Rysunku 3. Tworzenie bariery uważa się za udane, jeśli występuje mniej niż 5% przenikania barwnika z wierzchołkowej strony błony do podstawno-bocznej strony błony (przenikanie przedstawione w ostatnim panelu na Rysunku 1). Nie było różnic statystycznych między tymi wkładkami.

Rysunek 5. Wartości TEER zależą od początkowej gęstości wysiewu, która koreluje z konfluencją komórek na wiszącym wkładzie do hodowli komórkowej Millicell^®. Wyższe gęstości wysiewu komórek szybciej utworzą monowarstwę komórkową. W zależności od eksperymentu, bardziej korzystne może być stosowanie wyższych lub niższych gęstości wysiewu, w zależności od celu badania. W powyższym przykładzie komórki MDCK zostały wysiane z tego samego materiału i zmierzono ich oporność we wskazanych dniach. Wszystkie pomiary wykonano na woltomierzu cyfrowym Millicell^® ERS 3.0 z wiszącymi wkładkami do hodowli komórkowych Millicell^® (PTHT24H48). 

Barrier Assay Tips and Tricks

• Wybierz membranę, która najlepiej pasuje do typu komórek i testu (patrz Tabela 1& nbsp;powyżej)
powyżej)
• Zmieniaj pożywkę co drugi dzień, aby zapewnić komórkom wystarczającą ilość składników odżywczych i utrzymać istotną sygnalizację komórkową dla tworzenia monowarstwy / ciasnego połączenia.
• Nie pozostawiaj komórek poza inkubatorem przez dłuższy czas przed testami. Może to negatywnie wpłynąć na wyniki testu przepuszczalności żółcieni Lucifera, a także innych podobnych testów.
• Upewnij się, że elektrody sondy TEER są całkowicie zanurzone w pożywce, aby uzyskać najbardziej stabilne odczyty.
• Przytrzymaj sondę TEER na tej samej głębokości w każdej studzience/wkładce, aby uzyskać spójne i porównywalne odczyty.
• Aby zapewnić stabilne i powtarzalne wyniki, upewnij się, że elektroda jest ustawiona pod kątem 90 ° do wkładki płytki.
• Odporność może się zmieniać wraz z temperaturą. Odczyty TEER wzrastają (wyższe omy Ω) w niższych temperaturach (niższe °C). Przed wykonaniem odczytów należy poczekać, aż próbki zaaklimatyzują się do temperatury pokojowej.
• Na odporność ma wpływ pH pożywki. Wyższa zawartość dwutlenku węgla będzie obecna w próbkach wyciągniętych bezpośrednio z inkubatora i jest związana z niższymi wartościami oporu. Ilość dwutlenku węgla zrównoważy się z atmosferycznym dwutlenkiem węgla podczas aklimatyzacji do temperatury pokojowej.
• Okresowo czyść elektrody TEER za pomocą detergentu enzymatycznego, takiego jak Tergazyme^®, aby wyeliminować gromadzenie się białek na elektrodzie z mediów do hodowli komórkowych. Procedurę czyszczenia można znaleźć w Podręczniku użytkownika Millicell^® ERS 3.0.
• Model Millicell^® ERS 3.0 posiada kabel, który jest bardziej podatny na zakłócenia fal radiowych. Pochodzą one z telefonów komórkowych, laptopów, komputerów, sprzętu radiacyjnego (MRI, RTG itp.), a nawet inteligentnych zegarków. Rozważ przeniesienie obszaru testowego do obszaru o najmniejszej ilości tych zakłóceń.
• Nigdy nie umieszczaj woltomierza Millicell^® ERS 3.0 lub jego sondy elektrodowej w świetle UV. Spowoduje to uszkodzenie czujnika elektrody i doprowadzi do niedokładnych, zmiennych lub niemożliwych do wykonania odczytów.
• Jeśli wymagane jest płukanie między pomiarami, aby zapobiec przenoszeniu próbek, należy używać pożywki do hodowli komórkowych, a nie wody destylowanej.
• Uważaj, aby nie dotykać ani nie szturchać membrany podczas zasysania.
• Podczas testu przepuszczalności żółcieni lucyferowej, wstępnie ogrzany HBSS ma najmniejszy wpływ na monowarstwę komórek; użycie PBS będzie bardziej szkodliwe i spowoduje większy procent przenikania barwnika.
• Bądź bardzo ostrożny, aby przypadkowo nie dodać żółcieni lucyferowej lub rozlać / kapać do przedziału podstawno-bocznego. Zakłóci to dokładność wyników testu. Nie szturchaj membrany podczas pipetowania.
• Po dodaniu żółtego barwnika Lucifer do membrany, aby uzyskać najlepsze wyniki, trzymaj płytkę płasko i nie wstrząsaj.
• Na koniec testu przepuszczalności żółtego barwnika Lucifer, zbierz ciecz podstawno-boczną po wymieszaniu (pipetą w górę iw dół), a następnie uruchom wyniki passthrough w technicznych triplikatach, aby uzyskać najlepszy wynik.

References

.

1 - 20

1. Sawamiphak S, Ritter M, Acker-Palmer A. 2010. Preparation of retinal explant cultures to study ex vivo tip endothelial cell responses. Nat Protoc. 5(10):1659-1665. https://doi.org/10.1038/nprot.2010.130

2. Tamari T, Kawar-Jaraisy R, Doppelt O, Giladi B, Sabbah N, Zigdon-Giladi H. The Paracrine Role of Endothelial Cells in Bone Formation via CXCR4/SDF-1 Pathway. Cells. 9(6):1325. https://doi.org/10.3390/cells9061325

3. Hamdollah Zadeh M, Glass CA, Magnussen A, Hancox JC, Bates DO. 2008. VEGF-Mediated Elevated Intracellular Calcium and Angiogenesis in Human Microvascular Endothelial CellsIn Vitroare Inhibited by Dominant Negative TRPC6. Microcirculation. 15(7):605-614. https://doi.org/10.1080/10739680802220323

4. Hadjichristou C, Papachristou E, Bonovolias I, Bakopoulou A. 2020. Three-dimensional tissue engineering-based Dentin/Pulp tissue analogue as advanced biocompatibility evaluation tool of dental restorative materials. Dental Materials. 36(2):229-248. https://doi.org/10.1016/j.dental.2019.11.013

5. DU H, SHI H, CHEN D, ZHOU Y, CHE G. 2015. Cross-talk between endothelial and tumor cells via basic fibroblast growth factor and vascular endothelial growth factor signaling promotes lung cancer growth and angiogenesis. 9(3):1089-1094. https://doi.org/10.3892/ol.2015.2881

6. Del Tatto M, Ng T, Aliotta JM, Colvin GA, Dooner MS, Berz D, Dooner GJ, Papa EF, Hixson DC, Ramratnam B, et al. 2011. Marrow cell genetic phenotype change induced by human lung cancer cells. Experimental Hematology. 39(11):1072-1080. https://doi.org/10.1016/j.exphem.2011.08.008

7. Hoeks C, Vanheusden M, Peeters LM, Stinissen P, Broux B, Hellings N. Treg-Resistant Cytotoxic CD4+ T Cells Dictate T Helper Cells in Their Vicinity: TH17 Skewing and Modulation of Proliferation. IJMS. 22(11):5660. https://doi.org/10.3390/ijms22115660

8. Sygnecka K, Heider A, Scherf N, Alt R, Franke H, Heine C. 2015. Mesenchymal Stem Cells Support Neuronal Fiber Growth in an Organotypic Brain Slice Co-Culture Model. Stem Cells and Development. 24(7):824-835. https://doi.org/10.1089/scd.2014.0262

9. Maeda T, Ibi M, Shimazu S, Akaike A. 1998. Co-culture With the Striatum Attenuates N-Methyl-D-aspartate Cytotoxicity in Dopaminergic Neurons of Rat Mesencephalic Slice Cultures. Japanese Journal of Pharmacology. 77(2):161-168. https://doi.org/10.1254/jjp.77.161

10. Whitman MC, Bell JL, Nguyen EH, Engle EC. Ex Vivo Oculomotor Slice Culture from Embryonic GFP-Expressing Mice for Time-Lapse Imaging of Oculomotor Nerve Outgrowth. JoVE.(149): https://doi.org/10.3791/59911

11. Robinson J, Turkington S, Abey S, Kenea N, Henderson W. 2019. Differential gene expression and gene-set enrichment analysis in Caco-2 monolayers during a 30-day timeline with Dexamethasone exposure. Tissue Barriers. 7(3):e1651597. https://doi.org/10.1080/21688370.2019.1651597

12. Ricciardolo FL, Folkerts G, Folino A, Mognetti B. 2018. Bradykinin in asthma: Modulation of airway inflammation and remodelling. European Journal of Pharmacology. 827181-188. https://doi.org/10.1016/j.ejphar.2018.03.017

13. Vis MAM, Ito K, Hofmann S. Impact of Culture Medium on Cellular Interactions in in vitro Co-culture Systems. Front. Bioeng. Biotechnol.. 8 https://doi.org/10.3389/fbioe.2020.00911

14. Matsushita T, Kibayashi T, Katayama T, Yamashita Y, Suzuki S, Kawamata J, Honmou O, Minami M, Shimohama S. 2011. Mesenchymal stem cells transmigrate across brain microvascular endothelial cell monolayers through transiently formed inter-endothelial gaps. Neuroscience Letters. 502(1):41-45. https://doi.org/10.1016/j.neulet.2011.07.021

15. Kidney JC, Proud D. 2000. Neutrophil Transmigration across Human Airway Epithelial Monolayers. Am J Respir Cell Mol Biol. 23(3):389-395. https://doi.org/10.1165/ajrcmb.23.3.4068

16. Van Oostveldt K, Paape M, Burvenich C. 2002. Apoptosis of Bovine Neutrophils Following Diapedesis Through a Monolayer of Endothelial and Mammary Epithelial Cells. Journal of Dairy Science. 85(1):139-147. https://doi.org/10.3168/jds.s0022-0302(02)74062-9

17. Heise R, Vetter-Kauczok CS, Skazik C, Czaja K, Marquardt Y, Lue H, Merk HF, Bernhagen J, Baron JM. 2012. Expression and Function of Macrophage Migration Inhibitory Factor in the Pathogenesis of UV-Induced Cutaneous Nonmelanoma Skin Cancer?. 88(5):1157-1164. https://doi.org/10.1111/j.1751-1097.2012.01108.x

18. Yu J, Kim HM, Kim KP, Son Y, Kim M, Park K. 2019. Ceramide kinase regulates the migration of bone marrow-derived mesenchymal stem cells. Biochemical and Biophysical Research Communications. 508(2):361-367. https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2018.11.154

19. Wang X, Ma G, Zhang R, Liu L, Zhu J, Zhu H. 2019. Molecular characterization and biological functioning of interleukin-8 in Siberian sturgeon (Acipenser baeri). Fish & Shellfish Immunology. 9091-101. https://doi.org/10.1016/j.fsi.2019.04.010

20. Trost B, Walker S, Wang Z, Thiruvahindrapuram B, MacDonald JR, Sung WW, Pereira SL, Whitney J, Chan AJ, Pellecchia G, et al. 2018. A Comprehensive Workflow for Read Depth-Based Identification of Copy-Number Variation from Whole-Genome Sequence Data. The American Journal of Human Genetics. 102(1):142-155. https://doi.org/10.1016/j.ajhg.2017.12.007

21 - 40

21. Spary LK, Salimu J, Webber JP, Clayton A, Mason MD, Tabi Z. 2014. Tumor stroma-derived factors skew monocyte to dendritic cell differentiation toward a suppressive CD14⁺PD-L1⁺phenotype in prostate cancer. OncoImmunology. 3(9):e955331. https://doi.org/10.4161/21624011.2014.955331

22. Welch HC, Condliffe AM, Milne LJ, Ferguson GJ, Hill K, Webb LM, Okkenhaug K, Coadwell WJ, Andrews SR, Thelen M, et al. 2005. P-Rex1 Regulates Neutrophil Function. Current Biology. 15(20):1867-1873. https://doi.org/10.1016/j.cub.2005.09.050

23. Zhang Y, Wang B, Meng X, Sun G, Gao C. 2011. Influences of Acid-Treated Multiwalled Carbon Nanotubes on Fibroblasts: Proliferation, Adhesion, Migration, and Wound Healing. Ann Biomed Eng. 39(1):414-426. https://doi.org/10.1007/s10439-010-0151-y

24. Sokolowski JD, Chabanon-Hicks CN, Han CZ, Heffron DS, Mandell JW. Fractalkine is a â??find-meâ? signal released by neurons undergoing ethanol-induced apoptosis. Front. Cell. Neurosci.. 8 https://doi.org/10.3389/fncel.2014.00360

25. Hagan K, Varelas P, Zheng H. 2022. Endocannabinoid System of the Blood?Brain Barrier: Current Understandings and Therapeutic Potentials. Cannabis and Cannabinoid Research. 7(5):561-568. https://doi.org/10.1089/can.2021.0101

26. Tucci M, Ciavarella S, Strippoli S, Brunetti O, Dammacco F, Silvestris F. 2011. Immature dendritic cells from patients with multiple myeloma are prone to osteoclast differentiation in vitro. Experimental Hematology. 39(7):773-783.e1. https://doi.org/10.1016/j.exphem.2011.04.006

27. Fell LH, Seiler-Mußler S, Sellier AB, Rotter B, Winter P, Sester M, Fliser D, Heine GH, Zawada AM. 2016. Impact of individual intravenous iron preparations on the differentiation of monocytes towards macrophages and dendritic cells. Nephrol. Dial. Transplant.. 31(11):1835-1845. https://doi.org/10.1093/ndt/gfw045

28. Su Q, Igyártó BZ. 2019. Keratinocytes Share Gene Expression Fingerprint with Epidermal Langerhans Cells via mRNA Transfer. Journal of Investigative Dermatology. 139(11):2313-2323.e8. https://doi.org/10.1016/j.jid.2019.05.006

29. Hertz J, Qu B, Hu Y, Patel RD, Valenzuela DA, Goldberg JL. 2014. Survival and Integration of Developing and Progenitor-Derived Retinal Ganglion Cells following Transplantation. Cell Transplant. 23(7):855-872. https://doi.org/10.3727/096368913x667024

30. Shetty AK, Turner DA. 1999. Neurite Outgrowth from Progeny of Epidermal Growth Factor–Responsive Hippocampal Stem Cells is Significantly Less Robust than From Fetal Hippocampal Cells Following Grafting Onto Organotypic Hippocampal Slice Cultures: Effect of Brain-Derived Neurotrophic Factor. Journal of Neurobiology. https://doi.org/10.1002/(sici)1097-4695(19990215)38:3<391::aid-neu8>3.0.co;2-4

31. Ichikawa-Tomikawa N, Ogawa J, Douet V, Xu Z, Kamikubo Y, Sakurai T, Kohsaka S, Chiba H, Hattori N, Yamada Y, et al. 2012. Laminin ?1 is essential for mouse cerebellar development. Matrix Biology. 31(1):17-28. https://doi.org/10.1016/j.matbio.2011.09.002

32. Namsolleck P, Boato F, Schwengel K, Paulis L, Matho KS, Geurts N, Thöne-Reineke C, Lucht K, Seidel K, Hallberg A, et al. 2013. AT2-receptor stimulation enhances axonal plasticity after spinal cord injury by upregulating BDNF expression. Neurobiology of Disease. 51177-191. https://doi.org/10.1016/j.nbd.2012.11.008

33. Lee D, Cho K. 2005. The effects of epidermal keratinocytes and dermal fibroblasts on the formation of cutaneous basement membrane in three-dimensional culture systems. Arch Dermatol Res. 296(7):296-302. https://doi.org/10.1007/s00403-004-0529-5

34. Díaz-Coránguez M, Segovia J, López-Ornelas A, Puerta-Guardo H, Ludert J, Chávez B, Meraz-Cruz N, González-Mariscal L. Transmigration of Neural Stem Cells across the Blood Brain Barrier Induced by Glioma Cells. PLoS ONE. 8(4):e60655. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0060655

35. Huang S, Liu F, Niu Q, Li Y, Liu C, Zhang L, Ni D, Pu X. GLIPR-2 Overexpression in HK-2 Cells Promotes Cell EMT and Migration through ERK1/2 Activation. PLoS ONE. 8(3):e58574. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0058574

36. den Broeder A, Wanten G, Oyen W, Naber T, van Riel P, Barrera P. 2003. Neutrophil Migration and Production of Reactive Oxygen Species During Treatment with a Fully Human Anti-Tumor Necrosis Factor-Alpha Monoclonal Antibody in Patients with Rheumatoid Arthritis.  The Journal of Rheumatology. 30(2):232-237.

37. Nishihara H, Soldati S, Mossu A, Rosito M, Rudolph H, Muller WA, Latorre D, Sallusto F, Sospedra M, Martin R, et al. 2020. Human CD4+ T cell subsets differ in their abilities to cross endothelial and epithelial brain barriers in vitro. Fluids Barriers CNS. 17(1): https://doi.org/10.1186/s12987-019-0165-2

38. Zhang R, Wu Y, Zhao M, Liu C, Zhou L, Shen S, Liao S, Yang K, Li Q, Wan H. 2009. Role of HIF-1? in the regulation ACE and ACE2 expression in hypoxic human pulmonary artery smooth muscle cells. American Journal of Physiology-Lung Cellular and Molecular Physiology. 297(4):L631-L640. https://doi.org/10.1152/ajplung.90415.2008

39. Ning Y, Sun Q, Dong Y, Xu W, Zhang W, Huang H, Li Q. 2011. Slit2-N inhibits PDGF-induced migration in rat airway smooth muscle cells: WASP and Arp2/3 involved. Toxicology. 283(1):32-40. https://doi.org/10.1016/j.tox.2011.01.026

40. Wang Y, Wang HJ, Liao Y, Tsai P, Chen K, Cheng H, Lin R, Juo SH. 2012. MicroRNA-195 regulates vascular smooth muscle cell phenotype and prevents neointimal formation. 95(4):517-526. https://doi.org/10.1093/cvr/cvs223

41 - 60

41. Zhang W, Tang B, Huang Q, Hua Z. 2013. Galangin inhibits tumor growth and metastasis of B16F10 melanoma. J. Cell. Biochem.. 114(1):152-161. https://doi.org/10.1002/jcb.24312

42. Schittek B, Psenner K, Sauer B, Meier F, Iftner T, Garbe C. 2007. The increased expression of Y box-binding protein 1 in melanoma stimulates proliferation and tumor invasion, antagonizes apoptosis and enhances chemoresistance. Int. J. Cancer. 120(10):2110-2118. https://doi.org/10.1002/ijc.22512

43. Meier F, Busch S, Lasithiotakis K, Kulms D, Garbe C, Maczey E, Herlyn M, Schittek B. 2007. Combined targeting of MAPK and AKT signalling pathways is a promising strategy for melanoma treatment. Br J Dermatol. 156(6):1204-1213. https://doi.org/10.1111/j.1365-2133.2007.07821.x

44. Wang Y, Chang S, Wang C, Huang H, Tzeng S. 2020. The selective lipoprotein-associated phospholipase A2 inhibitor darapladib triggers irreversible actions on glioma cell apoptosis and mitochondrial dysfunction. Toxicology and Applied Pharmacology. 402115133. https://doi.org/10.1016/j.taap.2020.115133

45. Bajetto A, Barbieri F, Dorcaratto A, Barbero S, Daga A, Porcile C, Ravetti JL, Zona G, Spaziante R, Corte G, et al. 2006. Expression of CXC chemokine receptors 1?5 and their ligands in human glioma tissues: Role of CXCR4 and SDF1 in glioma cell proliferation and migration. Neurochemistry International. 49(5):423-432. https://doi.org/10.1016/j.neuint.2006.03.003

46. Luo L, Zhang L, Duan C, Wang B, He N, Abulimiti P, Lin Y. 2017. The inhibition role of miR-22 in hepatocellular carcinoma cell migration and invasion via targeting CD147. Cancer Cell Int. 17(1): https://doi.org/10.1186/s12935-016-0380-8

47. Li J, Zhang S, Chen J, Du T, Wang Y, Wang Z. 2009. Modeled microgravity causes changes in the cytoskeleton and focal adhesions, and decreases in migration in malignant human MCF-7 cells. Protoplasma. 238(1-4):23-33. https://doi.org/10.1007/s00709-009-0068-1

48. Baumann L, Prokoph S, Gabriel C, Freudenberg U, Werner C, Beck-Sickinger AG. 2012. A novel, biased-like SDF-1 derivative acts synergistically with starPEG-based heparin hydrogels and improves eEPC migration in vitro. Journal of Controlled Release. 162(1):68-75. https://doi.org/10.1016/j.jconrel.2012.04.049

49. CADET ER, GAFNI RI, MCCARTHY EF, MCCRAY DR, BACHER JD, BARNES KM, BARON J. 2003. MECHANISMS RESPONSIBLE FOR LONGITUDINAL GROWTH OF THE CORTEX. The Journal of Bone and Joint Surgery-American Volume. 85(9):1739-1748. https://doi.org/10.2106/00004623-200309000-00013

50. Zhao F, Li L, Guan L, Yang H, Wu C, Liu Y. 2014. Roles for GP IIb/IIIa and ?v?3 integrins in MDA-MB-231 cell invasion and shear flow-induced cancer cell mechanotransduction. Cancer Letters. 344(1):62-73. https://doi.org/10.1016/j.canlet.2013.10.019

51. Jiang R, Zhang C, Liu G, Gu R, Wu H. 2017. Inhibits Proliferation, Migration and Invasion in Osteosarcoma Cells by Targeting ROCK1. American Journal of Cancer Research. 7(1):88.

52. Jia D, Niu Y, Li D, Liu Z. 2018. lncRNA C2dat1 Promotes Cell Proliferation, Migration, and Invasion by Targeting miR-34a-5p in Osteosarcoma Cells. oncol res. 26(5):753-764. https://doi.org/10.3727/096504017x15024946480113

53. Zhang J, Yang W, Zhou Y, Xiang Y, Wang L, Hu W, Wang W. Baicalein inhibits osteosarcoma cell proliferation and invasion through the miR?183/Ezrin pathway. Mol Med Report. https://doi.org/10.3892/mmr.2018.9036

54. Liu Y, Zhao F, Gu W, Yang H, Meng Q, Zhang Y, Yang H, Duan Q. 2009. The Roles of Platelet GPIIb/IIIa and ?v?3 Integrins during HeLa Cells Adhesion, Migration, and Invasion to Monolayer Endothelium under Static and Dynamic Shear Flow. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 20091-9. https://doi.org/10.1155/2009/829243

55. Toyoda K, Tanaka K, Nakagawa S, Thuy DHD, Ujifuku K, Kamada K, Hayashi K, Matsuo T, Nagata I, Niwa M. 2013. Initial Contact of Glioblastoma Cells with Existing Normal Brain Endothelial Cells Strengthen the Barrier Function via Fibroblast Growth Factor 2 Secretion: A New In Vitro Blood?Brain Barrier Model. Cell Mol Neurobiol. 33(4):489-501. https://doi.org/10.1007/s10571-013-9913-z

56. Hu M, Wang C, Li W, Lu W, Bai Z, Qin D, Yan Q, Zhu J, Krueger BJ, Renne R, et al. A KSHV microRNA Directly Targets G Protein-Coupled Receptor Kinase 2 to Promote the Migration and Invasion of Endothelial Cells by Inducing CXCR2 and Activating AKT Signaling. PLoS Pathog. 11(9):e1005171. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1005171

57. Coureuil M, Lécuyer H, Scott MG, Boularan C, Enslen H, Soyer M, Mikaty G, Bourdoulous S, Nassif X, Marullo S. 2010. Meningococcus Hijacks a ?2-Adrenoceptor/?-Arrestin Pathway to Cross Brain Microvasculature Endothelium. Cell. 143(7):1149-1160. https://doi.org/10.1016/j.cell.2010.11.035

58. Almajed FS, Forsythe SJ. 2016. Cronobacter sakazakii clinical isolates overcome host barriers and evade the immune response. Microbial Pathogenesis. 9055-63. https://doi.org/10.1016/j.micpath.2015.11.014

59. Tian X, Hu T, Zhang H, He L, Huang X, Liu Q, Yu W, He L, Yang Z, Zhang Z, et al. 2013. Subepicardial endothelial cells invade the embryonic ventricle wall to form coronary arteries. Cell Res. 23(9):1075-1090. https://doi.org/10.1038/cr.2013.83

60. Monteiro IP, Shukla A, Marques AP, Reis RL, Hammond PT. 2015. Spray-assisted layer-by-layer assembly on hyaluronic acid scaffolds for skin tissue engineering. J. Biomed. Mater. Res.. 103(1):330-340. https://doi.org/10.1002/jbm.a.35178

61 - 80

61. Vahav I, Broek LJ, Thon M, Monsuur HN, Spiekstra SW, Atac B, Scheper RJ, Lauster R, Lindner G, Marx U, et al. 2020. Reconstructed human skin shows epidermal invagination towards integrated neopapillae indicating early hair follicle formation in vitro. J Tissue Eng Regen Med. 14(6):761-773. https://doi.org/10.1002/term.3039

62. Gottipati A, Elder SH. 2016. Composite Chitosan-Calcium Phosphate Scaffolds for Cartilage Tissue Engineering.83-97. https://doi.org/10.1007/978-81-322-2511-9_4

63. Horváth L, Umehara Y, Jud C, Blank F, Petri-Fink A, Rothen-Rutishauser B. Engineering an in vitro air-blood barrier by 3D bioprinting. Sci Rep. 5(1): https://doi.org/10.1038/srep07974

64. Karp PH, Moninger TO, Weber SP, Nesselhauf TS, Launspach JL, Zabner J, Welsh MJ. An In Vitro Model of Differentiated Human Airway Epithelia: Methods for Establishing Primary Cultures.115-137. https://doi.org/10.1385/1-59259-185-x:115

65. Mohamed Ameer J, Venkatesan RB, Damodaran V, K.V. N, Arumugam S, Pallickaveedu Rajan Asari AK, Kasoju N. 2020. Fabrication of co-cultured tissue constructs using a dual cell seeding compatible cell culture insert with a clip-on scaffold for potential regenerative medicine and toxicological screening applications. Journal of Science: Advanced Materials and Devices. 5(2):207-217. https://doi.org/10.1016/j.jsamd.2020.04.004

66. Velazquez OC, Snyder R, Liu Z, Fairman RM, Herlyn M. 2002. Fibroblast?dependent differentiation of human microvascular endothelial cells into capillary?like, three?dimensional networks. FASEB j.. 16(10):1316-1318. https://doi.org/10.1096/fj.01-1011fje

67. Schacht K, Jüngst T, Schweinlin M, Ewald A, Groll J, Scheibel T. 2015. Biofabrication of Cell-Loaded 3D Spider Silk Constructs. Angew. Chem. Int. Ed.. 54(9):2816-2820. https://doi.org/10.1002/anie.201409846

68. Tan H, Trier S, Rahbek UL, Dufva M, Kutter JP, Andresen TL. A multi-chamber microfluidic intestinal barrier model using Caco-2 cells for drug transport studies. PLoS ONE. 13(5):e0197101. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0197101

69. Artursson P. 1990. Epithelial Transport Of Drugs In Cell Culture. I: A Model For Studying The Passive Diffusion Of Drugs Over Intestinal Absorbtive (Caco-2) Cells. Journal of Pharmaceutical Sciences. 79(6):476-482. https://doi.org/10.1002/jps.2600790604

70. Artursson P, Palm K, Luthman K. 2001. Caco-2 monolayers in experimental and theoretical predictions of drug transport1PII of original article: S0169-409X(96)00415-2. The article was originally published in Advanced Drug Delivery Reviews 22 (1996) 67?84.1. Advanced Drug Delivery Reviews. 46(1-3):27-43. https://doi.org/10.1016/s0169-409x(00)00128-9

71. Bailey CA, Bryla P, Malick A. 1996. The use of the intestinal epithelial cell culture model, Caco-2, in pharmaceutical development. Advanced Drug Delivery Reviews. 22(1-2):85-103. https://doi.org/10.1016/s0169-409x(96)00416-4

72. Kuhfeld MT, Stratford RE. 1996. In vitro measurement of drug transport using a new diffusion chamber compatible with Millicell® culture supports: Performance with caco-2 monolayers. International Journal of Pharmaceutics. 133(1-2):47-58. https://doi.org/10.1016/0378-5173(95)04415-9

73. van Zeijl MJ, Matlin KS. 1990. Microtubule perturbation inhibits intracellular transport of an apical membrane glycoprotein in a substrate-dependent manner in polarized Madin-Darby canine kidney epithelial cells.. Cell Regul. 1(12):921-936. https://doi.org/10.1091/mbc.1.12.921

74. HIROTANI Y, IKEDA K, KATO R, MYOTOKU M, UMEDA T, IJIRI Y, TANAKA K. 2008. Protective Effects of Lactoferrin against Intestinal Mucosal Damage Induced by Lipopolysaccharide in Human Intestinal Caco-2 Cells. YAKUGAKU ZASSHI. 128(9):1363-1368. https://doi.org/10.1248/yakushi.128.1363

75. Trotta V, Pavan B, Ferraro L, Beggiato S, Traini D, Des Reis LG, Scalia S, Dalpiaz A. 2018. Brain targeting of resveratrol by nasal administration of chitosan-coated lipid microparticles. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 127250-259. https://doi.org/10.1016/j.ejpb.2018.02.010

76. Baghirov H, Karaman D, Viitala T, Duchanoy A, Lou Y, Mamaeva V, Pryazhnikov E, Khiroug L, de Lange Davies C, Sahlgren C, et al. Feasibility Study of the Permeability and Uptake of Mesoporous Silica Nanoparticles across the Blood-Brain Barrier. PLoS ONE. 11(8):e0160705. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0160705

77. Milatz S, Piontek J, Hempel C, Meoli L, Grohe C, Fromm A, Lee IM, El-Athman R, Günzel D. 2017. Tight junction strand formation by claudin-10 isoforms and claudin-10a/-10b chimeras. Ann. N.Y. Acad. Sci.. 1405(1):102-115. https://doi.org/10.1111/nyas.13393

78. Hoy B, Löwer M, Weydig C, Carra G, Tegtmeyer N, Geppert T, Schröder P, Sewald N, Backert S, Schneider G, et al. 2010. Helicobacter pyloriHtrA is a new secreted virulence factor that cleaves E?cadherin to disrupt intercellular adhesion. EMBO Rep. 11(10):798-804. https://doi.org/10.1038/embor.2010.114

79. Chen Z, Ma T, Huang C, Zhang L, Zhong J, Han J, Hu T, Li J. 2014. Efficiency of transcellular transport and efflux of flavonoids with different glycosidic units from flavonoids of Litsea coreana L. in a MDCK epithelial cell monolayer model. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 5369-76. https://doi.org/10.1016/j.ejps.2013.12.010

80. Volpe DA. 2008. Variability in Caco-2 and MDCK Cell-Based Intestinal Permeability Assays. Journal of Pharmaceutical Sciences. 97(2):712-725. https://doi.org/10.1002/jps.21010

81 - 82

81. Chen R, Shen C, Xu Q, Liu Y, Li B, Huang C, Ma T, Meng X, Wu M, Li J. 2021. The permeability characteristics and interaction of main components from Si-Ni-San in a MDCK epithelial cell monolayer model. Xenobiotica. 51(2):239-248. https://doi.org/10.1080/00498254.2017.1359433

82. Wang X, Valenzano MC, Mercado JM, Zurbach EP, Mullin JM. 2013. Zinc Supplementation Modifies Tight Junctions and Alters Barrier Function of CACO-2 Human Intestinal Epithelial Layers. Dig Dis Sci. 58(1):77-87. https://doi.org/10.1007/s10620-012-2328-8