Kanoniczna sygnalizacja Wnt / β-kateniny

Tło
.Składniki sygnalizacji Wnt
   a) Białko Wnt  
   b) Receptory białek Wnt
   c) Modulatory sygnalizacji Wnt
.Mechanizm sygnalizacji Wnt /beta-katenina
   a) Sygnalizacja Wnt - wyłączona
    a) Sygnalizacja Wnt - wyłączona
   b) Sygnalizacja Wnt - wyłączona
b) Sygnalizacja Wnt - Włączona
   c) Geny docelowe Wnt
.Funkcje sygnalizacji Wnt
Konkluzja

Background

Sygnał Wnt ma kluczowe znaczenie dla niezliczonych funkcji biologicznych, w tym determinacji losu komórek, migracji komórek, polaryzacji komórek, organogenezy i patterningu neuronalnego podczas embriogenezy¹. Białka Wnt w niszy komórek macierzystych kontrolują zachowanie różnych typów komórek macierzystych, utrzymując je w stanie samoodnowy. Zewnątrzkomórkowe białka Wnt stymulują kilka kaskad transdukcji sygnału, które są klasyfikowane jako kanoniczne lub szlak Wnt/β-kateniny i niekanoniczne lub szlak niezależny od β-kateniny². Sygnalizacja Wnt/β-katenina jest dobrze zbadana, a obecny przegląd koncentruje się na składnikach i mechanizmie sygnalizacji zależnej od β-kateniny.

Składniki sygnalizacji Wnt

a) Białko Wnt

Wnt ulega wszechobecnej ekspresji u wszystkich zwierząt metazoicznych. Istnieje 19 genów ssaków, które kodują bogate w cysteinę białka Wnt, należące do 12 konserwatywnych podrodzin Wnt.  Białka Wnt są kuliste, około 40 KDa; domena amino-końcowa składa się głównie z α-heliksów z pięcioma mostkami dwusiarczkowymi, podczas gdy domena karboksy-końcowa jest zdominowana przez dwa β-sheety z sześcioma wiązaniami dwusiarczkowymi. Białka Wnt ulegają modyfikacjom potranslacyjnym, zanim zostaną uwolnione do zewnątrzkomórkowego środowiska cytoplazmatycznego. Wnt jest glikozylowane i palmitoilowane przez białko retikulum endoplazmatycznego zwane Porcupine³ (Porc) i transportowane do błony plazmatycznej przez białka Wntless (Wls). Utrata Porc⁴ lub Wls⁵ zapobiega wydzielaniu białek Wnt, prowadząc do wad wrodzonych.  Wiadomo, że białka Wnt działają w sposób zależny od kontaktu, jak również w odległych tkankach. Szlak Wnt/β-katenina jest wynikiem znaczącej sygnalizacji bliskiego zasięgu wraz z beta-kateniną⁶.

b) Receptory białek Wnt

Lipoproteina Wnt wiąże się z kompleksem receptorowym, który składa się z białka Frizzled (Fz) i lipopolisacharydopodobnego białka receptorowego 5/6 (LRP5/6). Białko Frizzled ma siedem domen transbłonowych i dużą zewnątrzkomórkową N-końcową domenę bogatą w cysteinę, która stanowi platformę dla wiązania Wnt. Interakcja między białkiem Wnt i Fz nie jest specyficzna; pojedyncze białko Wnt może wiązać się z wieloma białkami Fz. W przeciwieństwie do białka Fz, LRP6 ma specyficzne miejsca wiązania dla różnych klas białek Wnt⁷.  Wiązanie ligandu (Wnt) powoduje zmiany konformacyjne w receptorach (LRP6), aktywując kinazy takie jak GSK3 i CK1γ⁸. Zarówno GSK3⁹ jak i CK1γ¹⁰ ostatecznie fosforylują kilka składników sygnałowych szlaku Wnt, w tym β-kateninę, aksynę, APC i LRP. Niewiele wiadomo na temat roli Fz w szlaku Wnt. Po otrzymaniu sygnału domena cytoplazmatyczna receptora Fz oddziałuje z białkami Dishevelled (Dsh) i ułatwia interakcję między ogonem LRP a aksyną. Zarówno białka Axin, jak i Dsh wiążą się ze sobą poprzez domenę DIX i pośredniczą w tworzeniu dimerów LRP-Fz.

c) Modulatory sygnalizacji Wnt

Sygnał Wnt/β-katenina jest modulowany przez zewnątrzkomórkowe ligandy wymienione w poniższej tabeli.

Tabela 1Modulatory sygnałów Wnt/β-kateniny

Modulator	Efekty
Białka związane z Frizzled (sFRPs)11	Hamowanie Wnt
Białko hamujące Wnt11	.Inhibicja Wnt
Dickkopf (DKK)12	Inhibicja LRP5/6
Białka z rodziny WISE/SOST12	Inhibicja LRP5/6
APCDD113	Inhibicja Wnt i LRP
Norrin14	Aktywacja kompleksu Fz/LRP
R-spondyny15	Aktywacja kompleksu Fz/LRP, receptory Lgr

Mechanizm sygnalizacji Wnt/beta-kateniny

Stabilność cytoplazmatycznej β-kateniny jest krytyczna dla wydajności sygnalizacji Wnt. β-katenina (781 aminokwasów) składa się z centralnego regionu 141-664 aminokwasów składającego się z powtórzeń armadillo, otoczonych odrębnymi domenami N- i C-końcowymi (NTD i CTD). Chociaż NTD i CTD są strukturalnie elastyczne, region centralny jest sztywny i służy jako platforma interakcji dla białek wiążących w cytozolu i jądrze. Stabilność β-kateniny zależy od tego, co jest obecnie określane jako "cytoplazmatyczny kompleks destrukcyjny" składający się z aksyny, dwóch białek supresorowych nowotworów APC i WTX oraz dwóch konstytutywnie aktywnych kinaz, CK1α/δ i GSK3α/β.

a) Sygnalizacja Wnt - "Off"

Pod nieobecność Wnt, los β-kateniny jest określany przez kinazy, CK1 i GSK3.

• Fosforylacja: β-katenina jest fosforylowana przez CK1 na Ser45, Ser33 i Ser37 oraz przez GSK3 na Thr41
• Ubiquitination: Fosforylowana β-katenina jest ukierunkowana na ubikwitynację za pośrednictwem β-Trcp i późniejszą degradację przez proteasom¹⁶.
• Transkrypcyjna represja: W przypadku braku β-kateniny, czynniki transkrypcyjne takie jak TCF wiążą się z Groucho, represorem transkrypcji, który zapobiega transkrypcji genów docelowych.

b) Sygnalizacja Wnt - "On"

W obecności ligandów Wnt inicjowana jest kaskada sygnalizacyjna.

• Dysocjacja kompleksu niszczącego: Wiązanie ligandów Wnt z receptorami Frizzled i LRP5/6 uruchamia serię zdarzeń, które ostatecznie rozbijają kompleks APC/Axin/GSK3β (destrukcji) i stabilizują β-kateninę.
• Translokacja β-kateniny: β-katenina gromadzi się w cytoplazmie i może swobodnie przemieszczać się do jądra.
• Regulacja transkrypcyjna: W jądrze β-katenina działa jako koaktywator transkrypcyjny czynników transkrypcyjnych z rodziny TCF/LEF. Inni partnerzy wiążący Legless i Pygopus utrzymują jądrową retencję i zdolność transaktywacji β-kateniny^17-19.

Rysunek 1. Szlak sygnałowy Wnt/β-katenina

c) Geny docelowe Wnt

Geny regulowane przez sygnalizację Wnt obejmują geny czynników transkrypcyjnych, składników ECM, białek adhezji komórkowej, enzymów i hormonów (Tabela 2).

Tabela 2Geny docelowe β-kateniny i ich modulacja

Modulacja	Geny
Upregulation	C-myc20, Tcf-121, LEF-122, PPAR-delta23, c-jun24, MMP-725, Axin-226, Nr-CAM27, Claudin-128, VEGF29
.Regulacja w dół	Osteokalcyna30, E-kadheryna31

Funkcje sygnalizacji Wnt

Wśród szeroko rozpowszechnionych efektów sygnalizacji Wnt na komórki docelowe, rola w regulacji plastyczności komórek macierzystych przyciągnęła szczególne zainteresowanie.

Zarodkowe komórki macierzyste: Kanoniczny szlak Wnt utrzymuje samoodnowę zarodkowych komórek macierzystych.Agonista Wnt, taki jak R-Spondin, pośredniczy w pluripotencji w mysich embrionalnych komórkach macierzystych, co ma znaczenie kliniczne w leczeniu chorób zwyrodnieniowych^32,33.

Mezenchymalne komórki macierzyste: Aktywacja kanonicznego szlaku Wnt promuje osteogeniczne różnicowanie mezenchymalnych komórek macierzystych. Intensywność sygnału Wnt/β-kateniny determinuje los mezenchymalnych komórek macierzystych, w których proliferacja i samoodnowa były indukowane przy niskich poziomach Wnt/β-kateniny, podczas gdy różnicowanie osteogenne jest wyzwalane przy wysokich poziomach sygnalizacji Wnt³⁴.

Komórki macierzyste jelita: Wnt/β-katenina reguluje różnicowanie komórek macierzystych w jelicie. Zahamowanie sygnalizacji Wnt za pośrednictwem ekspresji Dkk-1 indukuje całkowitą utratę krypt, źródła samoodnawiających się tkanek w jelicie. Natomiast aktywacja sygnalizacji Wnt stymuluje proliferację progenitorów krypt.

Hematopoietic Stem Cells: Aktywacja Wnt/β-kateniny zwiększa progenitory hematopoetyczne. Zablokowanie Wnt3a zmniejszyło liczbę komórek progenitorowych³⁵ a nadekspresja aktywowanej β-kateniny spowodowała ekspansję hematopoetycznych komórek macierzystych³⁶.

Komórki macierzyste mieszków włosowych: Sygnalizacja Wnt jest ważna dla ustanowienia mieszka włosowego i aktywuje komórki macierzyste. Warunkowa utrata β-kateniny w nabłonku skóry prowadzi do zubożenia komórek macierzystych mieszków włosowych³⁷.

Regulacja mikrotubul: Wnt reguluje stabilność i organizację mikrotubul, które wpływają na wyrównanie wrzecion mitotycznych i segregację chromosomów podczas podziału komórki; te z kolei wpływają na migrację i polaryzację komórek. Wnt indukuje również zmiany w morfologii i zachowaniu aksonów poprzez wiązanie mikrotubul, które zmniejszają wydłużenie aksonu i zwiększają jego rozgałęzienie³⁸.

Metabolizm nowotworów: Kanoniczny szlak Wnt i jego efektory regulują proliferację komórek, ich śmierć, starzenie się i przerzuty³⁹. Składniki szlaku Wnt są często zmutowane (Tabela 2), co wskazuje na jego rolę w progresji nowotworów.

Tabela 3Mutacje składników Wnt/β-kateniny związane z rakiem

Mutacja	Białko	Choroba
Wzmocnienie funkcji	β-katenina	Rak okrężnicy40
	TC4	Rak okrężnicy41
	LRP5	Nowotwory przytarczyc42
Utrata funkcji	LEF1	Guz łojowy skóry43
	AXIN1	Rak wątrobowokomórkowy44
	AXIN2	Rak jelita grubego45
	APC	Rak jelita grubego46

Wnioski

Sygnał Wnt jest konserwowany przez całą ewolucję i istnieje silna korelacja między rozregulowanymi sygnałami Wnt a wieloma stanami chorobowymi. Białka Wnt są aktywne w komórkach macierzystych tkanek nerwowych, sutkowych i embrionalnych. Doniesiono, że podczas gdy zdefiniowane czynniki, takie jak LIF, Basic FGF, Hedgehog, BMP-4 utrzymują embrionalne komórki macierzyste w stanie niezróżnicowanym, białka Wnt odgrywają rolę w kontroli komórek ES. Wzajemne oddziaływanie białek Wnt i innych czynników, w tym małych cząsteczek, takich jak kwas retinowy, w celu utrzymania, samoodnowy i różnicowania komórek macierzystych jest ważnym obszarem badań, który ma ogromne implikacje w sposobie, w jaki komórki macierzyste kształtują obecne opcje terapii chorób.

Zapoznaj się z wysokiej jakości rekombinowanymi białkami Wnt do użytku badawczego

Product #	SRP4754	SRP3296	GF175	GF146	SRP6560
Produkt	Wnt-1	Wnt-7A	Wnt-1	Wnt-5a.	Wnt-2
Gatunki	Człowiek	Człowiek	Człowiek	Mysz	Człowiek
Expressed in/extracted from	E. coli	HEK293	E. coli	Podłoże kondycjonowane	E. coli
Testowane na obecność endotoksyny	Tak	Tak	Tak	Tak	Tak
Czystość	≥98%	≥80%	≥98%	≥98%	≥90%
ED50/EC50	0.1-1,0 μg/μL	40-60 ng/μL	≤0.1 ng/µg	≤0,1 ng/µg

Referencje

1. Valenta T, Hausmann G, Basler K. 2012. The many faces and functions of ?-catenin. 31(12):2714-2736. https://doi.org/10.1038/emboj.2012.150

2. Clevers H, Nusse R. 2012. Wnt/?-Catenin Signaling and Disease. Cell. 149(6):1192-1205. https://doi.org/10.1016/j.cell.2012.05.012

3. Takada R, Satomi Y, Kurata T, Ueno N, Norioka S, Kondoh H, Takao T, Takada S. 2006. Monounsaturated Fatty Acid Modification of Wnt Protein: Its Role in Wnt Secretion. Developmental Cell. 11(6):791-801. https://doi.org/10.1016/j.devcel.2006.10.003

4. Grzeschik K, Bornholdt D, Oeffner F, König A, del Carmen Boente M, Enders H, Fritz B, Hertl M, Grasshoff U, Höfling K, et al. 2007. Deficiency of PORCN, a regulator of Wnt signaling, is associated with focal dermal hypoplasia. Nat Genet. 39(7):833-835. https://doi.org/10.1038/ng2052

5. Port F, Kuster M, Herr P, Furger E, Bänziger C, Hausmann G, Basler K. 2008. Wingless secretion promotes and requires retromer-dependent cycling of Wntless. Nat Cell Biol. 10(2):178-185. https://doi.org/10.1038/ncb1687

6. van den Heuvel M, Nusse R, Johnston P, Lawrence PA. 1989. Distribution of the wingless gene product in drosophila embryos: A protein involved in cell-cell communication. Cell. 59(4):739-749. https://doi.org/10.1016/0092-8674(89)90020-2

7. Gong Y, Bourhis E, Chiu C, Stawicki S, DeAlmeida VI, Liu BY, Phamluong K, Cao TC, Carano RAD, Ernst JA, et al. Wnt Isoform-Specific Interactions with Coreceptor Specify Inhibition or Potentiation of Signaling by LRP6 Antibodies. PLoS ONE. 5(9):e12682. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0012682

8. Mao J, Wang J, Liu B, Pan W, Farr GH, Flynn C, Yuan H, Takada S, Kimelman D, Li L, et al. 2001. Low-Density Lipoprotein Receptor-Related Protein-5 Binds to Axin and Regulates the Canonical Wnt Signaling Pathway. Molecular Cell. 7(4):801-809. https://doi.org/10.1016/s1097-2765(01)00224-6

9. Zeng X, Tamai K, Doble B, Li S, Huang H, Habas R, Okamura H, Woodgett J, He X. 2005. A dual-kinase mechanism for Wnt co-receptor phosphorylation and activation. Nature. 438(7069):873-877. https://doi.org/10.1038/nature04185

10. Davidson G, Wu W, Shen J, Bilic J, Fenger U, Stannek P, Glinka A, Niehrs C. 2005. Casein kinase 1 ? couples Wnt receptor activation to cytoplasmic signal transduction. Nature. 438(7069):867-872. https://doi.org/10.1038/nature04170

11. Bovolenta P, Esteve P, Ruiz JM, Cisneros E, Lopez-Rios J. Beyond Wnt inhibition: new functions of secreted Frizzled-related proteins in development and disease. Journal of Cell Science. 121(6):737-746. https://doi.org/10.1242/jcs.026096

12. Ellwanger K, Saito H, Cle?ment-Lacroix P, Maltry N, Niedermeyer J, Lee WK, Baron R, Rawadi G, Westphal H, Niehrs C. 2008. Targeted Disruption of the Wnt Regulator Kremen Induces Limb Defects and High Bone Density. MCB. 28(15):4875-4882. https://doi.org/10.1128/mcb.00222-08

13. Shimomura Y, Agalliu D, Vonica A, Luria V, Wajid M, Baumer A, Belli S, Petukhova L, Schinzel A, Brivanlou AH, et al. 2010. APCDD1 is a novel Wnt inhibitor mutated in hereditary hypotrichosis simplex. Nature. 464(7291):1043-1047. https://doi.org/10.1038/nature08875

14. Xu Q, Wang Y, Dabdoub A, Smallwood PM, Williams J, Woods C, Kelley MW, Jiang L, Tasman W, Zhang K, et al. 2004. Vascular Development in the Retina and Inner Ear. Cell. 116(6):883-895. https://doi.org/10.1016/s0092-8674(04)00216-8

15. de Lau W, Barker N, Low TY, Koo B, Li VSW, Teunissen H, Kujala P, Haegebarth A, Peters PJ, van de Wetering M, et al. 2011. Lgr5 homologues associate with Wnt receptors and mediate R-spondin signalling. Nature. 476(7360):293-297. https://doi.org/10.1038/nature10337

16. Aberle H, Bauer A, Stappert J, Kispert A, Kemler R. 1997. ?-catenin is a target for the ubiquitin?proteasome pathway. EMBO J. 16(13):3797-3804. https://doi.org/10.1093/emboj/16.13.3797

17. Kramps T, Peter O, Brunner E, Nellen D, Froesch B, Chatterjee S, Murone M, Züllig S, Basler K. 2002. Wnt/Wingless Signaling Requires BCL9/Legless-Mediated Recruitment of Pygopus to the Nuclear ?-Catenin-TCF Complex. Cell. 109(1):47-60. https://doi.org/10.1016/s0092-8674(02)00679-7

18. David S. P, Jemileh J, Kenneth M C. 2002. Pygopus, a nuclear PHD-finger protein required for Wingless signaling in Drosophila Development . 129. 2565-2576:

19. Thompson B, Townsley F, Rosin-Arbesfeld R, Musisi H, Bienz M. 2002. A new nuclear component of the Wnt signalling pathway. Nat Cell Biol. 4(5):367-373. https://doi.org/10.1038/ncb786

20. He T. 1998. Identification of c-MYC as a Target of the APC Pathway. 281(5382):1509-1512. https://doi.org/10.1126/science.281.5382.1509

21. Roose J. 1999. Synergy Between Tumor Suppressor APC and the -Catenin-Tcf4 Target Tcf1. 285(5435):1923-1926. https://doi.org/10.1126/science.285.5435.1923

22. Filali M, Cheng N, Abbott D, Leontiev V, Engelhardt JF. 2002. Wnt-3A/?-Catenin Signaling Induces Transcription from the LEF-1 Promoter. J. Biol. Chem.. 277(36):33398-33410. https://doi.org/10.1074/jbc.m107977200

23. Mann B, Gelos M, Siedow A, Hanski ML, Gratchev A, Ilyas M, Bodmer WF, Moyer MP, Riecken EO, Buhr HJ, et al. 1999. Target genes of  -catenin-T cell-factor/lymphoid-enhancer-factor signaling in human colorectal carcinomas. Proceedings of the National Academy of Sciences. 96(4):1603-1608. https://doi.org/10.1073/pnas.96.4.1603

24. He T, Chan TA, Vogelstein B, Kinzler KW. 1999. PPAR? Is an APC-Regulated Target of Nonsteroidal Anti-Inflammatory Drugs. Cell. 99(3):335-345. https://doi.org/10.1016/s0092-8674(00)81664-5

25. Crawford HC, Fingleton BM, Rudolph-Owen LA, Goss KJH, Rubinfeld B, Polakis P, Matrisian LM. 1999. The metalloproteinase matrilysin is a target of ?-catenin transactivation in intestinal tumors. Oncogene. 18(18):2883-2891. https://doi.org/10.1038/sj.onc.1202627

26. Lustig B, Jerchow B, Sachs M, Weiler S, Pietsch T, Karsten U, van de Wetering M, Clevers H, Schlag PM, Birchmeier W, et al. 2002. Negative Feedback Loop of Wnt Signaling through Upregulation of Conductin/Axin2 in Colorectal and Liver Tumors. MCB. 22(4):1184-1193. https://doi.org/10.1128/mcb.22.4.1184-1193.2002

27. Conacci-Sorrell ME. 2002. Nr-CAM is a target gene of the beta -catenin/LEF-1 pathway in melanoma and colon cancer and its expression enhances motility and confers tumorigenesis. 16(16):2058-2072. https://doi.org/10.1101/gad.227502

28. Miwa N, Furuse M, Tsukita S, Niikawa N, Nakamura Y, Furukawa Y. 2001. Involvement of Claudin-1 in the ?-Catenin/Tcf Signaling Pathway and its Frequent Upregulation in Human Colorectal Cancers. oncol res. 12(11):469-476. https://doi.org/10.3727/096504001108747477

29. Zhang X, Gaspard JP, Chung DC. 2001. Regulation of Vascular Endothelial Growth Factor by the Wnt and K-ras Pathways in Colonic Neoplasia. Cancer Res. 616050–6054.

30. Kahler RA, Westendorf JJ. 2003. Lymphoid Enhancer Factor-1 and ?-Catenin Inhibit Runx2-dependent Transcriptional Activation of the Osteocalcin Promoter. J. Biol. Chem.. 278(14):11937-11944. https://doi.org/10.1074/jbc.m211443200

31. Jamora C, DasGupta R, Kocieniewski P, Fuchs E. 2003. Links between signal transduction, transcription and adhesion in epithelial bud development. Nature. 422(6929):317-322. https://doi.org/10.1038/nature01458

32. Andl T, Reddy ST, Gaddapara T, Millar SE. 2002. WNT Signals Are Required for the Initiation of Hair Follicle Development. Developmental Cell. 2(5):643-653. https://doi.org/10.1016/s1534-5807(02)00167-3

33. Gat U, DasGupta R, Degenstein L, Fuchs E. 1998. De Novo Hair Follicle Morphogenesis and Hair Tumors in Mice Expressing a Truncated ?-Catenin in Skin. Cell. 95(5):605-614. https://doi.org/10.1016/s0092-8674(00)81631-1

34. de Boer J, Wang HJ, van Blitterswijk C. 2004. Effects of Wnt Signaling on Proliferation and Differentiation of Human Mesenchymal Stem Cells. Tissue Engineering. 10(3-4):393-401. https://doi.org/10.1089/107632704323061753

35. Nostro MC, Cheng X, Keller GM, Gadue P. 2008. Wnt, Activin, and BMP Signaling Regulate Distinct Stages in the Developmental Pathway from Embryonic Stem Cells to Blood. Cell Stem Cell. 2(1):60-71. https://doi.org/10.1016/j.stem.2007.10.011

36. Zhao C, Blum J, Chen A, Kwon HY, Jung SH, Cook JM, Lagoo A, Reya T. 2007. Loss of ?-Catenin Impairs the Renewal of Normal and CML Stem Cells In Vivo. Cancer Cell. 12(6):528-541. https://doi.org/10.1016/j.ccr.2007.11.003

37. Huelsken J, Vogel R, Erdmann B, Cotsarelis G, Birchmeier W. 2001. ?-Catenin Controls Hair Follicle Morphogenesis and Stem Cell Differentiation in the Skin. Cell. 105(4):533-545. https://doi.org/10.1016/s0092-8674(01)00336-1

38. Salinas PC. 2007. Modulation of the microtubule cytoskeleton: a role for a divergent canonical Wnt pathway. Trends in Cell Biology. 17(7):333-342. https://doi.org/10.1016/j.tcb.2007.07.003

39. Yang K, Wang X, Zhang H, Wang Z, Nan G, Li Y, Zhang F, Mohammed MK, Haydon RC, Luu HH, et al. 2016. The evolving roles of canonical WNT signaling in stem cells and tumorigenesis: implications in targeted cancer therapies. Lab Invest. 96(2):116-136. https://doi.org/10.1038/labinvest.2015.144

40. Morin PJ. 1997. Activation of beta -Catenin-Tcf Signaling in Colon Cancer by Mutations in beta -Catenin or APC. 275(5307):1787-1790. https://doi.org/10.1126/science.275.5307.1787

41. Bass AJ, Lawrence MS, Brace LE, Ramos AH, Drier Y, Cibulskis K, Sougnez C, Voet D, Saksena G, Sivachenko A, et al. 2011. Genomic sequencing of colorectal adenocarcinomas identifies a recurrent VTI1A-TCF7L2 fusion. Nat Genet. 43(10):964-968. https://doi.org/10.1038/ng.936

42. Takeda H, Lyle S, Lazar AJF, Zouboulis CC, Smyth I, Watt FM. 2006. Human sebaceous tumors harbor inactivating mutations in LEF1. Nat Med. 12(4):395-397. https://doi.org/10.1038/nm1386

43. Björklund P, Åkerström G, Westin G. An LRP5 Receptor with Internal Deletion in Hyperparathyroid Tumors with Implications for Deregulated WNT/?-Catenin Signaling. PLoS Med. 4(11):e328. https://doi.org/10.1371/journal.pmed.0040328

44. Satoh S, Daigo Y, Furukawa Y, Kato T, Miwa N, Nishiwaki T, Kawasoe T, Ishiguro H, Fujita M, Tokino T, et al. 2000. AXIN1 mutations in hepatocellular carcinomas, and growth suppression in cancer cells by virus-mediated transfer of AXIN1. Nat Genet. 24(3):245-250. https://doi.org/10.1038/73448

45. Liu W, Dong X, Mai M, Seelan RS, Taniguchi K, Krishnadath KK, Halling KC, Cunningham JM, Qian C, Christensen E, et al. 2000. Mutations in AXIN2 cause colorectal cancer with defective mismatch repair by activating ?-catenin/TCF signalling. Nat Genet. 26(2):146-147. https://doi.org/10.1038/79859

46. Kinzler K, Nilbert M, Su L, Vogelstein B, Bryan T, Levy D, Smith K, Preisinger A, Hedge P, McKechnie D, et al. 1991. Identification of FAP locus genes from chromosome 5q21. Science. 253(5020):661-665. https://doi.org/10.1126/science.1651562