MAB345M
Anti-O4-Antikörper, Klon 81
clone 81 (mAB O4), Chemicon®, from mouse
Synonym(e):
Sulfatide
Anmeldenzur Ansicht organisationsspezifischer und vertraglich vereinbarter Preise
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About This Item
UNSPSC-Code:
12352203
eCl@ss:
32160702
NACRES:
NA.41
Empfohlene Produkte
Biologische Quelle
mouse
Qualitätsniveau
100
300
Antikörperform
purified immunoglobulin
Antikörper-Produkttyp
primary antibodies
Klon
81 (mAB O4), monoclonal
Speziesreaktivität
rat, mouse, human, chicken
Hersteller/Markenname
Chemicon®
Methode(n)
immunocytochemistry: suitable
immunohistochemistry: suitable
Isotyp
IgM
Eignung
not suitable for Western blot
not suitable for immunoprecipitation
Versandbedingung
wet ice
Posttranslationale Modifikation Target
unmodified
Spezifität
Erkennt den Oligodendrozyten-Marker O4. Reagiert auch mit bestimmten Galaktolipiden in Spermien (Liste siehe Zusatzinformationsbibliothek).
Anwendung
Anti-O4-Antikörper, Klon 81, ist ein Antikörper gegen O4 zur Verwendung in IC, IH mit mehr als 50 Produktzitaten.
Immunhistochemie: 10–20 μg/mL auf unfixiertem, schockgefrorenem Gewebe.
Immunzytochemie: 10–20 μg/mL auf Zellen, die mit 4 % Paraformaldehyd fixiert wurden.
Hinweis: O4 ist ein Sulfatid, das mit organischen Lösungsmitteln aus der Membran herausgelöst werden kann; Aceton und Methanol sollten nicht zur Fixierung verwendet werden.
Optimale Arbeitsverdünnungen müssen vom Anwender bestimmt werden.
Immunhistochemie-Protokoll
1. Schnitte aus unfixiertem, schockgefrorenem Gewebe vorbereiten. Die Schnitte sollten 4–5 μm dick sein. Die Schnitte auf Objektträger legen.
2. Die einzelnen Objektträger drei Mal jeweils 5 Minuten lang bei Raumtemperatur in PBS reinigen.
3. Die unspezifischen Bindungsstellen blockieren. Dazu die Schnitte in einer feuchten Kammer mit 5 % FCS bei Raumtemperatur 30 Minuten lang inkubieren.
4. Die Objektträger wie in Schritt 2 beschrieben reinigen.
5. Die Schnitte mit einer ausreichenden Menge MAB345 (10–20 μg/mL in PBS) bedecken und eine Stunde lang in einer feuchten Kammer bei 37 °C inkubieren.
6. Die Objektträger drei Mal kurz mit PBS reinigen. Sorgfältig um den zu färbenden Bereich herum abtrocknen.
7. Die Schnitte mit einer ausreichenden Menge Anti-Maus-IgM-Fluorescein*-Lösung bedecken und eine Stunde lang in einer feuchten Kammer bei 37°C inkubieren.
8. Die Objektträger wie in Schritt 6 beschrieben reinigen.
9. Die Schnitte mit einem geeigneten Einbettmedium bedecken, mit einem Deckglas abdecken und fluoreszenzmikroskopisch untersuchen.
*Es kann auch HRP oder ABC verwendet werden.
Optimale Ergebnisse können durch Titrierung der primären und sekundären Antikörper erzielt werden
Immunzytochemie
1. Die Präparate mit 4 % Paraformaldehyd (in PBS) 10 Minuten lang bei Raumtemperatur fixieren. O4 ist ein Sulfatid, das mit organischen Lösungsmitteln aus der Membran herausgelöst werden kann; Aceton und Methanol sollten nicht zur Fixierung verwendet werden.
2. Die einzelnen Objektträger drei Mal jeweils 5 Minuten lang bei Raumtemperatur in PBS reinigen.
3. Die unspezifischen Bindungsstellen blockieren. Dazu die Schnitte in einer feuchten Kammer mit 5 % FCS bei Raumtemperatur 30 Minuten lang inkubieren.
4. Die Objektträger wie in Schritt 2 beschrieben reinigen.
5. Die Schnitte mit einer ausreichenden Menge MAB345 (10–20 μg/mL in PBS) bedecken und eine Stunde lang in einer feuchten Kammer bei 37 °C inkubieren.
6. Die Objektträger drei Mal kurz mit PBS reinigen. Sorgfältig um den zu färbenden Bereich herum abtrocknen.
7. Die Schnitte mit einer ausreichenden Menge Anti-Maus-IgM-Fluorescein*-Lösung bedecken und eine Stunde lang in einer feuchten Kammer bei 37°C inkubieren.
8. Die Objektträger wie in Schritt 6 beschrieben reinigen.
9. Die Schnitte mit einem geeigneten Einbettmedium bedecken, mit einem Deckglas abdecken und fluoreszenzmikroskopisch untersuchen.
Hinweis: Die Präparate während der Färbung nicht austrocknen lassen.
Immunzytochemie: 10–20 μg/mL auf Zellen, die mit 4 % Paraformaldehyd fixiert wurden.
Hinweis: O4 ist ein Sulfatid, das mit organischen Lösungsmitteln aus der Membran herausgelöst werden kann; Aceton und Methanol sollten nicht zur Fixierung verwendet werden.
Optimale Arbeitsverdünnungen müssen vom Anwender bestimmt werden.
Immunhistochemie-Protokoll
1. Schnitte aus unfixiertem, schockgefrorenem Gewebe vorbereiten. Die Schnitte sollten 4–5 μm dick sein. Die Schnitte auf Objektträger legen.
2. Die einzelnen Objektträger drei Mal jeweils 5 Minuten lang bei Raumtemperatur in PBS reinigen.
3. Die unspezifischen Bindungsstellen blockieren. Dazu die Schnitte in einer feuchten Kammer mit 5 % FCS bei Raumtemperatur 30 Minuten lang inkubieren.
4. Die Objektträger wie in Schritt 2 beschrieben reinigen.
5. Die Schnitte mit einer ausreichenden Menge MAB345 (10–20 μg/mL in PBS) bedecken und eine Stunde lang in einer feuchten Kammer bei 37 °C inkubieren.
6. Die Objektträger drei Mal kurz mit PBS reinigen. Sorgfältig um den zu färbenden Bereich herum abtrocknen.
7. Die Schnitte mit einer ausreichenden Menge Anti-Maus-IgM-Fluorescein*-Lösung bedecken und eine Stunde lang in einer feuchten Kammer bei 37°C inkubieren.
8. Die Objektträger wie in Schritt 6 beschrieben reinigen.
9. Die Schnitte mit einem geeigneten Einbettmedium bedecken, mit einem Deckglas abdecken und fluoreszenzmikroskopisch untersuchen.
*Es kann auch HRP oder ABC verwendet werden.
Optimale Ergebnisse können durch Titrierung der primären und sekundären Antikörper erzielt werden
Immunzytochemie
1. Die Präparate mit 4 % Paraformaldehyd (in PBS) 10 Minuten lang bei Raumtemperatur fixieren. O4 ist ein Sulfatid, das mit organischen Lösungsmitteln aus der Membran herausgelöst werden kann; Aceton und Methanol sollten nicht zur Fixierung verwendet werden.
2. Die einzelnen Objektträger drei Mal jeweils 5 Minuten lang bei Raumtemperatur in PBS reinigen.
3. Die unspezifischen Bindungsstellen blockieren. Dazu die Schnitte in einer feuchten Kammer mit 5 % FCS bei Raumtemperatur 30 Minuten lang inkubieren.
4. Die Objektträger wie in Schritt 2 beschrieben reinigen.
5. Die Schnitte mit einer ausreichenden Menge MAB345 (10–20 μg/mL in PBS) bedecken und eine Stunde lang in einer feuchten Kammer bei 37 °C inkubieren.
6. Die Objektträger drei Mal kurz mit PBS reinigen. Sorgfältig um den zu färbenden Bereich herum abtrocknen.
7. Die Schnitte mit einer ausreichenden Menge Anti-Maus-IgM-Fluorescein*-Lösung bedecken und eine Stunde lang in einer feuchten Kammer bei 37°C inkubieren.
8. Die Objektträger wie in Schritt 6 beschrieben reinigen.
9. Die Schnitte mit einem geeigneten Einbettmedium bedecken, mit einem Deckglas abdecken und fluoreszenzmikroskopisch untersuchen.
Hinweis: Die Präparate während der Färbung nicht austrocknen lassen.
Physikalische Form
Aufgereinigtes Immunglobulin in 0,05 M Kaliumphosphatpuffer, pH 8,0, mit 0,3 M NaCl und 0,05 % Natriumazid.
Format: Aufgereinigt
Hinweis zur Analyse
Kontrolle
Kortikale Stammzellen der Ratte oder Zellkulturen des Gehirns von Mausembryonen von Tag 3
Kortikale Stammzellen der Ratte oder Zellkulturen des Gehirns von Mausembryonen von Tag 3
Sonstige Hinweise
Konzentration: Unterschiedlich, siehe chargenspezifisches Analysezertifikat
Rechtliche Hinweise
CHEMICON is a registered trademark of Merck KGaA, Darmstadt, Germany
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Lagerklassenschlüssel
10 - Combustible liquids
WGK
WGK 2
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Systemic injection of neural stem/progenitor cells in mice with chronic EAE.
Donega, M; Giusto, E; Cossetti, C; Schaeffer, J; Pluchino, S
Journal of Visualized Experiments null
Differentiation of human breast-milk stem cells to neural stem cells and neurons.
Hosseini, SM; Talaei-Khozani, T; Sani, M; Owrangi, B
Neurology research international null
Marc-André Mouthon et al.
Journal of neurochemistry, 99(3), 807-817 (2006-08-24)
Developing and adult forebrains contain neural stem cells (NSCs) but no marker is available to highly purify them. When analysed by flow cytometry, stem cells from various tissues are enriched in a 'side population' (SP) characterized by the exclusion of
Yifat Amir-Levy et al.
Multiple sclerosis international, 2014, 926134-926134 (2015-01-23)
Background. The neural stem cells (NSCs) migrate to the damaged sites in multiple sclerosis (MS) and in experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE). However, the differentiation into neurons or oligodendrocytes is blocked. Epidermal growth factor (EGF) stimulates NSC proliferation and mobilization to
Zhuo Wang et al.
Development, growth & differentiation, 53(3), 357-365 (2011-04-12)
We attempted to test whether the differentiated NIH/3T3 fibroblasts could be differentiated into neuronal cells without any epigenetic modification. First, a neurosphere assay was carried out, and we successfully generated neurosphere-like cells by floating cultures of NIH/3T3 fibroblasts in neural
Unser Team von Wissenschaftlern verfügt über Erfahrung in allen Forschungsbereichen einschließlich Life Science, Materialwissenschaften, chemischer Synthese, Chromatographie, Analytik und vielen mehr..
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